@article{WaeldchenLehmannKleinetal.2015,
  author    = {W{\"a}ldchen, Sina and Lehmann, Julian and Klein, Teresa and van de Linde, Sebastian and Sauer, Markus},
  title     = {Light-induced cell damage in live-cell super-resolution microscopy},
  series = {Scientific Reports},
  volume    = {5},
  journal   = {Scientific Reports},
  number    = {15348},
  doi       = {10.1038/srep15348},
  url       = {http://nbn-resolving.de/urn:nbn:de:bvb:20-opus-145207},
  year      = {2015},
  abstract  = {Super-resolution microscopy can unravel previously hidden details of cellular structures but requires high irradiation intensities to use the limited photon budget efficiently. Such high photon densities are likely to induce cellular damage in live-cell experiments. We applied single-molecule localization microscopy conditions and tested the influence of irradiation intensity, illumination-mode, wavelength, light-dose, temperature and fluorescence labeling on the survival probability of different cell lines 20-24 hours after irradiation. In addition, we measured the microtubule growth speed after irradiation. The photo-sensitivity is dramatically increased at lower irradiation wavelength. We observed fixation, plasma membrane permeabilization and cytoskeleton destruction upon irradiation with shorter wavelengths. While cells stand light intensities of similar to 1 kW cm\(^{-2}\) at 640 nm for several minutes, the maximum dose at 405 nm is only similar to 50 J cm\(^{-2}\), emphasizing red fluorophores for live-cell localization microscopy. We also present strategies to minimize phototoxic factors and maximize the cells ability to cope with higher irradiation intensities.},
  language  = {en}
}
@phdthesis{Lehmann2020,
  author    = {Lehmann, Julian},
  title     = {Hochaufl{\"o}sende Fluoreszenzmikroskopie beleuchtet den Oligomerisierungsstatus pflanzlicher Membranproteine},
  doi       = {10.25972/OPUS-21176},
  url       = {http://nbn-resolving.de/urn:nbn:de:bvb:20-opus-211762},
  school      = {Universit{\"a}t W{\"u}rzburg},
  year      = {2020},
  abstract  = {SLAC/SLAH Anionenkan{\"a}le, die zur Familie der langsamen Anionenkan{\"a}le geh{\"o}ren, repr{\"a}sentieren Schl{\"u}sselproteine in der pflanzlichen Stressantwort. Neben ihrer Aufgabe in Stresssituationen, ist eine Untergruppe der Kan{\"a}le f{\"u}r die Beladung der Leitgef{\"a}ße mit Nitrat und Chlorid in der Stele der Pflanzenwurzeln verantwortlich. Biophysikalische und pflanzenphysiologische Studien stellten heraus, dass vor Allem der Anionenkanal SLAH3 f{\"u}r die Beladung der Xylem Leitgef{\"a}ße mit Nitrat und Chlorid verantwortlich ist. Ihm zur Seite gestellt werden noch die elektrisch inaktiven Homologe SLAH1 und SLAH4 in der Wurzel exprimiert. Sie steuern die Aktivit{\"a}t von SLAH3 durch die Assemblierung zu SLAH1/SLAH3 oder SLAH3/SLAH4 Heteromeren. Neben der Kontrolle durch Heteromerisierungsereignisse, werden SLAH3 Homomere sehr spezifisch und schnell durch zytosolische Ans{\"a}uerung aktiviert. Obwohl bereits die Kristallstruktur des bakteriellen Homologs HiTehA zu pflanzlichen SLAC/SLAH Anionenkan{\"a}len bekannt ist, welche HiTehA als Trimer charakterisiert, sind die St{\"o}chiometrie und der Polymerisierungsgrad der pflanzlichen SLAC/SLAHs bisher noch unbekannt. Die Fluoreszenzmikroskopie umfasst viele etablierte Anwendungsmethoden, wie die konfokale Laserrastermikroskopie (CLSM), Techniken mit verbesserter Aufl{\"o}sung, wie die Mikroskopie mit strukturierter Beleuchtung (SIM) und hochaufl{\"o}sende Methoden, welche durch die Lokalisationsmikroskopie (z.B. dSTORM und PALM) oder die Expansionsmikroskopie (ExM) vertreten werden. Diese unterschiedlichen Mikroskopie-methoden erm{\"o}glichen neue Einblicke in die Organisation von Proteinen in biologischen Systemen, die bis auf die molekulare Ebene hinunterreichen. Insbesondere im Bereich der hochaufl{\"o}senden Fluoreszenzmikroskopie sind im Gegensatz zu tierischen Frage-stellungen bisher jedoch nur wenige Untersuchungen in pflanzlichen Geweben durchgef{\"u}hrt worden. Die Lokalisationsmikroskopie erm{\"o}glicht die Quantifizierung einzelner Molek{\"u}le in nativen Systemen und l{\"a}sst {\"u}berdies R{\"u}ckschl{\"u}sse auf den Polymerisierungsgrad von Proteinen zu. Da Poly- und Heteromerisierung von Proteinen oftmals mit der Funktionalit{\"a}t eines entsprechenden Proteins einhergeht, wie es bei den SLAC/SLAH Anionenkan{\"a}len der Fall ist, wurden in dieser Arbeit PALM Messungen zur Untersuchung des Polymerisierungsgrades und Interaktionsmuster der Anionenkan{\"a}le angewendet. Ferner wurden Expressionsmuster der SLAC/SLAHs untersucht und zudem Mikroskopieanwendungen im Pflanzengewebe etabliert und verbessert. In Bezug auf die Mikroskopieanwendungen konnten wir in Arabidopsis thaliana (At) Wurzeln die polare Verteilung von PIN Proteinen mittels SIM best{\"a}tigen und die gruppierte Verteilung in der Plasmamembran am Zellpol aufl{\"o}sen. In Wurzel-querschnitten war es m{\"o}glich, Zellw{\"a}nde zu vermessen, den Aufbau der Pflanzenwurzel mit den verschiedenen Zelltypen zu rekonstruieren und diesen in Zusammenhang mit Zellwanddicken zu bringen. Anhand dieser Aufnahmen ließ sich die Aufl{\"o}sungsgrenze eines SIM-Mikroskops bestimmen, weshalb diese Probe als Modellstruktur f{\"u}r Aufl{\"o}sungsanalysen, zur Kontrolle f{\"u}r die korrekte Bildverarbeitung bei hochaufl{\"o}sender Bildgebung und andere Fragestellungen empfohlen werden kann. F{\"u}r die Expansionsmikroskopie in pflanzlichen Proben konnten ein enzym- und ein denaturierungsbasiertes Pr{\"a}parationsprotokoll etabliert werden. Dabei wurden ganze At Setzlinge, Wurzelabschnitte und Blattst{\"u}cke gef{\"a}rbt, expandiert und mit zwei bis drei Mal verbesserter Aufl{\"o}sung bildlich dargestellt. In diesem Zusammenhang waren Aufnahmen ganzer Wurzel- und Blattproben mit beeindruckender Eindringtiefe und extrem geringem Hintergrundsignal m{\"o}glich. Zudem wurden die Daten kritisch betrachtet, Probleme aufgezeigt, gewebespezifische Ver{\"a}nderungen dargestellt und limitierende Faktoren f{\"u}r die ExM in Pflanzenproben thematisiert. Im Fokus dieser Arbeit stand die Untersuchung der SLAC/SLAH Proteine. SLAH2 wird in den Wurzeln vornehmlich in Endodermis- und Perizykelzellen exprimiert, was anhand verschiedener At SLAH2 YFP Mutanten untersucht werden konnte. Dies unterst{\"u}tzt die Annahme, dass SLAH2 bei der Beladung der Leitgef{\"a}ße mit Nitrat maßgeblich beteiligt ist. Es ist denkbar, dass SLAH2 ebenfalls eine wachstumsbeeinflussende Funktion {\"u}ber die Regulation von Nitratkonzentrationen zugeschrieben werden kann. Darauf deuten vor allem die verst{\"a}rkte Expression von SLAH2 im Bereich der Seitenwurzeln und die heterogene Expression in der Elongations-, Differenzierungs- und meristematischen Zone hin. Die Membranst{\"a}ndigkeit von SLAH4 konnte nachgewiesen werden und FRET FLIM Untersuchungen zeigten eine hohe Affinit{\"a}t von SLAH4 zu SLAH3, was die beiden Homologe als Interaktionspartner identifiziert. F{\"u}r die Bestimmung des Oligomerisierungsgrades mittels PALM wurden die pflanzlichen Anionenkan{\"a}le in tierischen COS7-Zellen exprimiert. Die elektrophysiologische Funktionalit{\"a}t der mEOS2-SLAC/SLAH-Konstrukte wurde mit Hilfe von Patch-Clamp-Versuchen in COS7-Zellen {\"u}berpr{\"u}ft. Um Expressionslevel, Membranst{\"a}ndigkeit und die Verteilung {\"u}ber die Membran der SLAC/SLAHs zu verifizieren, wurden dSTORM-Aufnahmen herangezogen Schließlich erm{\"o}glichten PALM-Aufnahmen die Bestimmung des Polymerisierungs-grades der SLAC/SLAH Anionenkan{\"a}le, die st{\"o}chiometrischen Ver{\"a}nderungen bei Heteromerisierung von SLAH3 mit SLAH1 oder SLAH4 und auch der Einfluss einer zytosolischer Ans{\"a}uerung auf den Polymerisierungsgrad von SLAH3 Homomeren. Zudem weisen die Oligomerisierungsanalysen von SLAH3 Mutanten darauf hin, dass die Aminos{\"a}uren Histidin His330 und His454 entscheidend an der pH sensitiven Regulierung von SLAH3 beteiligt sind. Durch die erhobenen Daten konnten also entscheidende, neue Erkenntnisse {\"u}ber die Regulationsmechanismen von pflanzlichen Anionenkan{\"a}len auf molekularer Ebene gewonnen werden: Unter Standardbedingungen liegen SLAC1, SLAH2 und SLAH3 haupts{\"a}chlich als Dimer vor. Auf eine zytosolische Ans{\"a}uerung reagiert ausschließlich SLAH3 mit einer signifikanten st{\"o}chiometrischen Ver{\"a}nderung und liegt im aktiven Zustand vor Allem als Monomer vor. Der Oligomerisierungsgrad von SLAC1 und SLAH2 bleibt hingegen bei einer zytosolischen Ans{\"a}uerung unver{\"a}ndert. Ferner kommt es bei der Interaktion von SLAH3 mit SLAH1 oder SLAH4 zur Formierung eines Heterodimers, welches unbeeinflusst durch den zytosolischen pH bleibt. Im Gegensatz dazu bleiben die elektrisch inaktiven Untereinheiten SLAH1 und SLAH4 monomerisch und assemblieren ganz spezifisch nur mit SLAH3. Die hochaufl{\"o}sende Fluoreszenz-mikroskopie, insbesondere PALM erlaubt es also Heteromerisierungsereignisse und {\"A}nderungen im Poylmerisierungsgrad von Membranproteinen wie den SLAC/SLAHs auf molekularer Ebene zu untersuchen und l{\"a}sst so R{\"u}ckschl{\"u}sse auf physiologische Ereignisse zu.},
  subject      = {Fluoreszenzmikroskopie},
  language  = {de}
}