TY  - THES
A1  - Eiring, Patrick
T1  - Super-resolution microscopy of plasma membrane receptors
T1  - Hochauflösende Mikroskopie von Plasmamembran Rezeptoren
N2  - Plasma membrane receptors are the most crucial and most commonly studied components of cells, since they not only ensure communication between the extracellular space and cells, but are also responsible for the regulation of cell cycle and cell division. The composition of the surface receptors, the so-called "Receptome", differs and is characteristic for certain cell types. Due to their significance, receptors have been important target structures for diagnostic and therapy in cancer medicine and often show aberrant expression patterns in various cancers compared to healthy cells. However, these aberrations can also be exploited and targeted by different medical approaches, as in the case of personalized immunotherapy. In addition, advances in modern fluorescence microscopy by so-called single molecule techniques allow for unprecedented sensitive visualization and quantification of molecules with an attainable spatial resolution of 10-20 nm, allowing for the detection of both stoichiometric and expression density differences. 
In this work, the single molecule sensitive method dSTORM was applied to quantify the receptor composition of various cell lines as well as in primary samples obtained from patients with hematologic malignancies. The focus of this work lies on artefact free quantification, stoichiometric analyses of oligomerization states and co localization analyses of membrane receptors.
Basic requirements for the quantification of receptors are dyes with good photoswitching properties and labels that specifically mark the target structure without generating background through non-specific binding. To ensure this, antibodies with a predefined DOL (degree of labeling) were used, which are also standard in flow cytometry. First background reduction protocols were established on cell lines prior analyses in primary patient samples. Quantitative analyses showed clear expression differences between the cell lines and the patient cells, but also between individual patients.
An important component of this work is the ability to detect the oligomerization states of receptors, which enables a more accurate quantification of membrane receptor densities compared to standard flow cytometry. It also provides information about the activation of a certain receptor, for example of FLT3, a tyrosine kinase, dimerizing upon activation. For this purpose, different well-known monomers and dimers were compared to distinguish the typical localization statistics of single bound antibodies from two or more antibodies that are in proximity. Further experiments as well as co localization analyses proved that antibodies can bind to closely adjacent epitopes despite their size.
These analytical methods were subsequently applied for quantification and visualization of receptors in two clinically relevant examples. Firstly, various therapeutically relevant receptors such as CD38, BCMA and SLAMF7 for multiple myeloma, a malignant disease of plasma cells, were analyzed and quantified on patient cells. Furthermore, the influence of TP53 and KRAS mutations on receptor expression levels was investigated using the multiple myeloma cell lines OPM2 and AMO1, showing clear differences in certain receptor quantities. 
Secondly, FLT3 which is a therapeutic target receptor for acute myeloid leukemia, was quantified and stoichiometrically analyzed on both cell lines and patient cells. In addition, cells that have developed resistance against midostaurin were compared with cells that still respond to this type I tyrosine-kinase-inhibitor for their FLT3 receptor expression and oligomerization state.
N2  - Plasmamembranrezeptoren sind die wohl wichtigsten und meist untersuchten Komponenten einer Zelle, da sie nicht nur die Kommunikation zwischen dem extrazellulären Bereich und den Zellen gewährleisten, sondern auch für die Regulierung des Zellzyklus und der Zellteilung zuständig sind. Dabei unterscheidet sich die Zusammensetzung der Oberflächenrezeptoren, das sogenannte „Rezeptom“, und ist charakteristisch für bestimme Zelltypen. Aufgrund ihrer Bedeutsamkeit sind Rezeptoren wichtige Zielstrukturen für Diagnose und Therapie in der Krebsmedizin, welche häufig bei verschiedensten Krebserkrankungen im Vergleich zu gesunden Zellen aberrante Expressionsmuster aufweisen. Diese Abweichungen können sich allerdings auch zu Nutze gemacht werden und zum Ziel verschiedener medizinischer Behandlungsmethoden, wie es bei der personalisierten Immuntherapie der Fall ist, werden. Zusätzlich hat der Fortschritt in der modernen Fluoreszenzmikroskopie durch sogenannte Einzelmolekültechniken, es auch erlaubt, eine noch nie dagewesene empfindliche Visualisierung und Quantifizierung von Molekülen mit einer räumlichen Auflösung von 10-20 nm zu erreichen, wodurch sowohl stöchiometrische Unterschiede, als auch Unterschiede in der Expressionsdichte detektiert werden können. 
In dieser Arbeit wurde die einzelmolekülsensitive Methode dSTORM genutzt, um die Rezeptorkomposition von verschiedenen Zelllinien aber auch von primären Patientenzellen mit zugrundeliegenden hämatologischen Erkrankungen zu quantifizieren. Schwerpunkte dieser Arbeit sind dabei die artefaktfreie Quantifizierung, stöchiometrische Analysen von Oligomerisierungszuständen, sowie die Kolokalisationsanalyse von Membranrezeptoren.
Grundvoraussetzung für die Quantifizierung von Rezeptoren sind dabei gut schaltbare Farbstoffe, sowie Label, welche die Zielstruktur spezifisch markieren ohne dabei Hintergrund durch unspezifische Bindung zu generieren. Um dies zu gewährleisten, kamen Antikörper mit einem vordefinierten DOL (degree of labeling; engl. für: Markierungsgrad) zum Einsatz, welche auch in der Durchflusszytometrie standardmäßig eingesetzt werden. Protokolle zur Hintergrundreduktion wurden dabei an Zelllinien etabliert, bevor Primärzellen von Krebspatienten analysiert wurden. Durch quantitative Analysen konnten dabei deutliche Expressionsunterschiede zwischen den Zelllinien und den Patientenzellen, aber auch zwischen den verschiedenen Patienten gezeigt werden.
Ein wichtiger Bestandteil dieser Arbeit ist die Fähigkeit, den Oligomerisierungszustand von Rezeptoren zu erkennen, was eine genauere Quantifizierung der Membran-rezeptordichten im Vergleich zur Durchflusszytometrie ermöglicht. Allerdings können diese Oligomerisierungszustände auch Informationen über die Aktivierung eines Rezeptors beinhalten, wie zum Beispiel von FLT3, einer Tyrosinkinase, welche zur Aktivierung dimerisieren muss. Hierfür wurden verschiedene bekannte Monomere und Dimere verglichen, um die typische Lokalisationsstatistik von vereinzelten gebundenen Antikörpern mit der von zwei oder mehr Antikörpern, welche nah beieinanderliegen, zu vergleichen. Durch weitere Etablierungsexperimente sowie Kolokalisationsanalysen konnte außerdem bewiesen werden, dass Antikörper trotz ihrer Größe auch an nah benachbarte Epitope binden können.
Diese Analyseverfahren wurden im weiteren Verlauf zur Quantifizierung und Visualisierung von Rezeptoren an zwei klinisch relevanten Beispielen angewendet. Zum einen wurden verschiedene therapeutisch relevante Rezeptoren wie z.B. CD38, BCMA und SLAMF7 für das Multiple Myelom, einer malignen Erkrankung von Plasmazellen, auf Patientenzellen analysiert und quantifiziert. Zusätzlich wurde der Einfluss von TP53 und KRAS Mutationen auf die Rezeptorexpressionen anhand der Multiplen Myelom Zelllinien OPM2 und AMO1 untersucht, bei denen eindeutige Unterschiede in der Rezeptorexpression detektiert wurden. 
Zum anderen wurde FLT3, welches ein therapeutischer Zielrezeptor für die akute myeloische Leukämie ist, sowohl auf Zelllinien als auch auf Patientenzellen quantifiziert und stöchiometrisch analysiert. Hierbei wurden auch Zellen welche eine Midostaurinresistenz entwickelt haben mit Zellen, welche auf diesen Typ I Tyrosinkinase Inhibitor ansprechen, auf ihre FLT3 Rezeptorexpression und ihren Oligomerisierungszustand verglichen.
KW  - Fluoreszenzmikroskopie
KW  - Membranrezeptor
KW  - Hochaufgelöste Fluoreszenzmikroskopie
KW  - Super-resolution microscopy
KW  - Membrane receptor
Y1  - 2021
U6  - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-250048
ER  - 
TY  - THES
A1  - Zwettler, Fabian Ulrich
T1  - Expansionsmikroskopie kombiniert mit hochauflösender Fluoreszenzmikroskopie
T1  - Expansion Microscopy combined with Super-Resolution Fluorescence Microscopy
N2  - Fluorescence microscopy is a form of light microscopy that has developed during the 20th century and is nowadays a standard tool in Molecular and Cell biology for studying the structure and function of biological molecules. High-resolution fluorescence microscopy techniques, such as dSTORM (direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy) allow the visualization of cellular structures at the nanometre scale (10−9 m). This has already made it possible to decipher the composition and function of various biopolymers, such as proteins, lipids and nucleic acids, up to the three-dimensional (3D) structure of entire organelles. In practice, however, it has been shown that these imaging methods and their further developments still face great challenges in order to achieve an effective resolution below ∼ 10 nm. This is mainly due to the nature of labelling biomolecules. For the detection of molecular structures, immunostaining is often performed as a standard method. Antibodies to which fluorescent molecules are coupled, recognize and bind specifcally and with high affnity to the molecular section of the target structure, also called epitope or antigen. The fluorescent molecules serve as reporter molecules which are imaged with the use of a fluorescence microscope. However, the size of these labels with a length of about 10-15 nm in the case of immunoglobulin G (IgG) antibodies, cause a detection of the fluorescent molecules shifted to the real position of the studied antigen. In dense regions where epitopes are located close to each other, steric hindrance between antibodies can also occur and leads to an insuffcient label density. Together with the shifted detection of fluorescent molecules, these factors can limit the achievable resolution of a microscopy technique. Expansion microscopy (ExM) is a recently developed technique that achieves a resolution improvement by physical expansion of an investigated object. Therefore, biological samples such as cultured cells, tissue sections, whole organs or isolated organelles are chemically anchored into a swellable polymer. By absorbing water, this so-called superabsorber increases its own volume and pulls the covalently bound biomolecules isotropically apart. Routinely, this method achieves a magnifcation of the sample by about four times its volume. But protocol variants have already been developed that result in higher expansion factors of up to 50-fold. Since the ExM technique includes in the frst instance only the sample treatment for anchoring and magnifcation of the sample, it can be combined with various standard methods of fluorescence microscopy. In theory, the resolution of the used imaging technique improves linearly with the expansion factor of the ExM treated sample. However, an insuffcient label density and the size of the antibodies can here again impair the effective achievable resolution. The combination of ExM with high-resolution fluorescence microscopy methods represents a promising strategy to increase the resolution of light microscopy. In this thesis, I will present several ExM variants I developed which show the combination of ExM with confocal microscopy, SIM (Structured Illumination Microscopy), STED (STimulated Emission Depletion) and dSTORM. I optimized existing ExM protocols and developed different expansion strategies, which allow the combination with the respective imaging technique. Thereby, I gained new structural insights of isolated centrioles from the green algae Chlamydomonas reinhardtii by combining ExM with STED and confocal microscopy. In another project, I combined 3D-SIM imaging with ExM and investigated the molecular structure of the so-called synaptonemal complex. This structure is formed during meiosis in eukaryotic cells and contributes to the exchange of genetic material between homologous chromosomes. Especially in combination with dSTORM, the ExM method showed its high potential to overcome the limitations of modern fluorescence microscopy techniques. In this project, I expanded microtubules in mammalian cells, a polymer of the cytoskeleton as well as isolated centrioles from C. reinhardtii. By labelling after expansion of the samples, I was able to signifcantly reduce the linkage error of the label and achieve an improved label density. In future, these advantages together with the single molecule sensitivity and high resolution obtained by the dSTORM method could pave the way for achieving molecular resolution in fluorescence microscopy
N2  - Die Fluoreszenzmikroskopie ist eine Form der Lichtmikroskopie, die sich im Laufe des 20. Jahrhunderts entwickelt hat und heutzutage standardmäßig in der Molekular-und Zellbiologie zur Erforschung von Aufbau und Funktion biologischer Moleküle eingesetzt wird. Hochauflösende Verfahren der Fluoreszenzmikroskopie, wie die dSTORM (direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy) Technik, ermöglichen die Visualisierung zellulärer Strukturen im Nanometer-Größenbereich (10−9 m). Dadurch konnte bereits die Zusammensetzung und Funktion unterschiedlicher Biopolymere, wie die von Proteinen, Lipiden und Nukleinsäuren, bis hin zum dreidimensionalen (3D) Aufbau ganzer Organellen entschlüsselt werden.
In der Praxis zeigt sich jedoch, dass diese Bildgebungsverfahren und ihre Weiterentwicklungen immer noch vor großen Herausforderungen stehen, bevor eine effektive Auflösung von unter ∼10 nm erreicht werden kann. Die größte Hürde stellt die Art und Weise der Markierung von Biomolekülen dar. Bei dieser wird zum Nachweis molekularer Strukturen häufig die sogenannte Immunfärbung als Standardmethode eingesetzt. Antikörper, welche mit Fluoreszenzmolekülen gekoppelt werden, erkennen und binden hierbei spezifisch und mit hoher Affinität den Molekülabschnitt der Zielstruktur, auch Epitop oder Antigen genannt. Die Fluoreszenzmoleküle dienen als Reportermoleküle, welche mit Hilfe eines Fluoreszenzmikroskops abgebildet werden. Die Größe der Antikörper, mit einer Länge von etwa 10-15 nm im Falle von Immunglobulin G (IgG) Antikörpern, bewirkt jedoch eine Detektion der fluoreszierenden Moleküle verschoben zur eigentlichen Lage des untersuchten Antigens. In Regionen mit räumlich dicht nebeneinander liegenden Epitopen kann es zusätzlich zur sterischen Hinderung zwischen den Antikörpern kommen. Dies führt zu einer unzureichenden Markierungsdichte und stellt - zusammen mit der verschobenen Detektion der Fluoreszenzmoleküle - eine Limitierung der zu erreichenden Auflösung dar.
Die Expansionsmikroskopie (ExM) ist ein neu entwickeltes Verfahren, welches eine Auflösungsverbesserung durch die physikalische Expansion eines untersuchten Objekts erreicht. Hierbei werden biologische Proben, wie beispielsweise kultivierte Zellen, Gewebeschnitte, ganze Organe oder isolierte Organellen, chemisch in ein quellbares Polymer verankert. Durch Absorption von Wasser vergrößert dieser sogenannte Superabsorber sein eigenes Volumen und zieht während der räumlichen Expansion die kovalent gebundenen Biomoleküle isotrop auseinander. Standardmäßig wird durch dieses Verfahren eine Vergrößerung der Proben um etwa das vierfache Volumen erreicht, wobei bereits Protokollvarianten entwickelt wurden, die eine bis zu 50-fache Expansion erzielt haben.
Da die ExM-Technik zunächst nur die Probenbehandlung zur Verankerung und Vergrößerung der Probe selbst beinhaltet, kann sie mit unterschiedlichen Standardmethoden der Fluoreszenzmikroskopie kombiniert werden. Dadurch verbessert sich die Auflösung des verwendeten Bildgebungsverfahrens theoretisch linear um den Faktor der Volumenvergrößerung der ExM behandelten Probe. Eine unzureichende Markierungsdichte und die Größe der verwendeten Antikörper können auch hier die effektiv erreichbare Auflösung beeinträchtigen. Die Kombination der ExM mit hochauflösenden Verfahren der Fluoreszenzmikroskopie stellt eine vielversprechende Strategie zur Erhöhung der bisher erreichbaren Auflösung in der Lichtmikroskopie dar.
In dieser Arbeit werde ich mehrere von mir entwickelte ExM Varianten vorstellen, welche die Kombination von ExM mit konfokaler Mikroskopie, SIM (Structured Illumination Microscopy), STED (STimulated Emission Depletion) und dSTORM zeigen. Um die Verbindung mit dem jeweiligen Bildgebungsverfahren zu ermöglichen, optimierte ich bestehende ExM-Protokolle und entwickelte unterschiedliche Expansionsstrategien. Dadurch konnte ich neue strukturelle Erkenntnisse von isolierten Zentriolen aus der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii durch die Verbindung von ExM mit STED und konfokaler Mikroskopie gewinnen. In einem weiteren Projekt kombinierte ich 3D-SIM mit ExM und untersuchte den molekularen Aufbau des sogenannten synaptonemalen Komplexes. Diese Struktur bildet sich in eukaryotischen Zellen während der Reifeteilung (Meiose) aus und trägt zum Austausch des genetischen Materials zwischen homologen Chromosomen bei.
Vor allem in Verbindung mit dSTORM zeigte sich das hohe Potential der ExM-Methode, die bisherigen Limitierungen moderner Techniken der Fluoreszenzmikroskopie zu überwinden. In diesem Projekt expandierte ich Mikrotubuli in Säugetierzellen, ein Polymer des Zytoskeletts, sowie isolierte Zentriolen aus C. reinhardtii. Dadurch, dass die Markierung erst nach dem Expandieren der Proben erfolgte, gelang es, den Abstandsfehler der Markierung deutlich zu verringern und eine verbesserte Markierungsdichte zu erreichen. Diese Vorteile könnten in Verbindung mit der Einzelmolekülsensititvität und hohen Auflösung der dSTORM Methode Wegbereiter zur Erreichung einer molekularen Auflösung sein
KW  - Fluoreszenzmikroskopie
KW  - Expansionsmikroskopie
KW  - Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie
KW  - Zentriolen
KW  - Synaptonemaler Komplex
Y1  - 2021
U6  - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-212362
ER  -