TY - THES A1 - Kuhlemann, Alexander T1 - Bioorthogonal labeling of neuronal proteins using super-resolution fluorescence microscopy T1 - Bioorthogonale Markierung von neuronalen Proteinen mittels hochauflösender Fluoreszenzmikroskopie N2 - The synaptic cleft is of central importance for synaptic transmission, neuronal plasticity and memory and thus well studied in neurobiology. To target proteins of interest with high specificity and strong signal to noise conventional immunohistochemistry relies on the use of fluorescently labeled antibodies. However, investigations on synaptic receptors remain challenging due to the defined size of the synaptic cleft of ~20 nm between opposing pre- and postsynaptic membranes. At this limited space, antibodies bear unwanted side effects such as crosslinking, accessibility issues and a considerable linkage error between fluorophore and target of ~10 nm. With recent single molecule localization microscopy (SMLM) methods enabling localization precisions of a few nanometers, the demand for labeling approaches with minimal linkage error and reliable recognition of the target molecules rises. Within the scope of this work, different labeling techniques for super-resolution fluorescence microscopy were utilized allowing site-specific labeling of a single amino acid in synaptic proteins like kainate receptors (KARs), transmembrane α-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid receptor regulatory proteins (TARPs), γ-aminobutyric acid type A receptors (GABA-ARs) and neuroligin 2 (NL2). The method exploits the incorporation of unnatural amino acids (uAAs) in the protein of interest using genetic code expansion (GCE) via amber suppression technology and subsequent labeling with tetrazine functionalized fluorophores. Implementing this technique, hard-to-target proteins such as KARs, TARPs and GABA-ARs could be labeled successfully, which could only be imaged insufficiently with conventional labeling approaches. Furthermore, functional studies involving electrophysiological characterization, as well as FRAP and FRET experiments validated that incorporation of uAAs maintains the native character of the targeted proteins. Next, the method was transferred into primary hippocampal neurons and in combination with super-resolution microscopy it was possible to resolve the nanoscale organization of γ2 and γ8 TARPs. Cluster analysis of dSTORM localization data verified synaptic accumulation of γ2, while γ8 was homogenously distributed along the neuron. Additionally, GCE and bioorthogonal labeling allowed visualization of clickable GABA-A receptors located at postsynaptic compartments in dissociated hippocampal neurons. Moreover, saturation experiments and FRET imaging of clickable multimeric receptors revealed successful binding of multiple tetrazine functionalized fluorophores to uAA-modified dimeric GABA-AR α2 subunits in close proximity (~5 nm). Further utilization of tetrazine-dyes via super-resolution microscopy methods such as dSTORM and click-ExM will provide insights to subunit arrangement in receptors in the future. This work investigated the nanoscale organization of synaptic proteins with minimal linkage error enabling new insights into receptor assembly, trafficking and recycling, as well as protein-protein interactions at synapses. Ultimately, bioorthogonal labeling can help to understand pathologies such as the limbic encephalitis associated with GABA-AR autoantibodies and is already in application for cancer therapies. N2 - Der synaptische Spalt ist von zentraler Bedeutung für die synaptische Reizweiterleitung, neuronale Plastizität und Gedächtnis und dadurch neurobiologisch sehr gut charakterisiert. Um Zielproteine mit hoher Spezifität und einem guten Signal-zu-Rauschen Verhältnis zu adressieren, wird konventionell auf Immunhistochemie mittels Fluoreszenzfarbstoff-markierter Antikörper zurückgegriffen. Untersuchungen synaptischer Rezeptoren bleiben dabei jedoch aufgrund der limitierten Zugänglichkeit des synaptischen Spalts mit einem Abstand von ~20 nm zwischen gegenüberliegenden pre- und postsynaptischen Membranen herausfordernd. Speziell in einem räumlich begrenzten Umfeld können bei der Verwendung von Antikörpern unerwünschte Artefakte auftreten, die durch Kreuzverlinkung, eine verminderte Zugänglichkeit und einen erheblichen Markierungsabstand zwischen Fluorophor und Probe von ~10 nm entstehen. Aktuelle Verfahren der Einzelmolekül-Lokalisations-Mikroskopie (SMLM), die eine Lokalisationsgenauigkeit von wenigen Nanometern ermöglichen, erhöhen die Nachfrage an Markierungsstrategien mit minimalem Markierungsabstand und zuverlässiger Erkennung der Zielstruktur. Im Rahmen dieser Arbeit wurden daher verschiedene Markierungsmethoden für die hochauflösende Fluoreszenz-Mikroskopie erprobt. Dies ermöglichte die ortsspezifische Markierung einer einzigen Aminosäure in synaptischen Proteinen wie Kainat-Rezeptoren (KARs), Transmembran-α-Amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazol-Propionsäure-Rezeptor regulierenden Proteinen (TARPs), γ-Aminobuttersäure-Typ-A-Rezeptoren (GABA-ARs) oder Neuroligin 2 (NL2). Die angewandte Methodik nutzt den Einbau von unnatürlichen Aminosäuren (uAAs) in das Zielprotein mittels Erweiterung des genetischen Codes (GCE) durch Unterdrückung des Amber-Stop-Codons. Durch Anwendung dieser Strategie gelang es, schwer adressierbare Proteine wie KARs, TARPs und GABA-ARs, welche zuvor mittels konventioneller Markierungsversuche nur unzureichend abgebildet werden konnten, erfolgreich zu markieren. Funktionelle Studien wie elektrophysiologische Charakterisierungen, aber auch FRAP und FRET Experimente zeigten, dass dabei der native Zustand der Zielproteine auch nach dem Einbau von uAAs erhalten bleibt. Schließlich wurde die Methode in primäre hippocampale Neuronen überführt und in Kombination mit hochauflösender Mikroskopie konnte die Organisation von γ2 und γ8 TARPs im Nanobereich aufgelöst werden. Eine Cluster-Analyse von dSTORM Lokalisationsdaten bestätigte die Anreicherung von γ2 in Synapsen, während γ8 homogen entlang des Neurons verteilt vorliegt. Die Erweiterung des genetischen Codes in Kombination mit bioorthogonaler Markierung erlaubte zusätzlich die Visualisierung von clickbaren GABA-A Rezeptoren in Postsynapsen von dissoziierten hippocampalen Neuronen. Außerdem zeigten Saturierungs-Experimente und FRET-Bildgebung die erfolgreiche Bindung von mehreren Tetrazin-gekoppelten Fluorophoren an uAA-modifizierten, dimerischen GABA-AR α2-Untereinheiten in geringem Abstand (~5 nm). Auf der Basis dieser Resultate werden zukünftig hochauflösende mikroskopische Verfahren, wie dSTORM und click-ExM, in Kombination mit Tetrazin-Farbstoffen die Visualisierung von multimerischen Rezeptoren ermöglichen. Im Rahmen dieser Arbeit konnte die Organisation von synaptischen Proteinen mit minimalem Markierungsabstand im Nanobereich untersucht werden und dadurch neue Einsichten in Rezeptor-Zusammenbau, -Bewegungen und -Wiederverwertung, aber auch Protein-Protein Interaktionen in Synapsen gewonnen werden. Die Weiterentwicklung bioorthogonaler Markierungsstrategien kann in Zukunft dazu beitragen Krankheiten, wie die Limbische Enzephalitis, welche mit GABA-AR Autoantikörpern in Verbindung steht, besser zu verstehen und findet zudem bereits heute Anwendung in Krebstherapien. KW - microscopy KW - bioorthogonal labeling KW - super-resolution fluorescence microscopy Y1 - 2022 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-243731 ER - TY - THES A1 - Letschert, Sebastian T1 - Quantitative Analysis of Membrane Components using Super-Resolution Microscopy T1 - Quantitative Analyse von Membrankomponenten mittels hochauflösender Fluoreszenzmikroskopie N2 - The plasma membrane is one of the most thoroughly studied and at the same time most complex, diverse, and least understood cellular structures. Its function is determined by the molecular composition as well as the spatial arrangement of its components. Even after decades of extensive membrane research and the proposal of dozens of models and theories, the structural organization of plasma membranes remains largely unknown. Modern imaging tools such as super-resolution fluorescence microscopy are one of the most efficient techniques in life sciences and are widely used to study the spatial arrangement and quantitative behavior of biomolecules in fixed and living cells. In this work, direct stochastic optical reconstruction microscopy (dSTORM) was used to investigate the structural distribution of mem-brane components with virtually molecular resolution. Key issues are different preparation and staining strategies for membrane imaging as well as localization-based quantitative analyses of membrane molecules. An essential precondition for the spatial and quantitative analysis of membrane components is the prevention of photoswitching artifacts in reconstructed localization microscopy images. Therefore, the impact of irradiation intensity, label density and photoswitching behavior on the distribution of plasma membrane and mitochondrial membrane proteins in dSTORM images was investigated. It is demonstrated that the combination of densely labeled plasma membranes and inappropriate photoswitching rates induces artificial membrane clusters. Moreover, inhomogeneous localization distributions induced by projections of three-dimensional membrane structures such as microvilli and vesicles are prone to generate artifacts in images of biological membranes. Alternative imaging techniques and ways to prevent artifacts in single-molecule localization microscopy are presented and extensively discussed. Another central topic addresses the spatial organization of glycosylated components covering the cell membrane. It is shown that a bioorthogonal chemical reporter system consisting of modified monosaccharide precursors and organic fluorophores can be used for specific labeling of membrane-associated glycoproteins and –lipids. The distribution of glycans was visualized by dSTORM showing a homogeneous molecule distribution on different mammalian cell lines without the presence of clusters. An absolute number of around five million glycans per cell was estimated and the results show that the combination of metabolic labeling, click chemistry, and single-molecule localization microscopy can be efficiently used to study cell surface glycoconjugates. In a third project, dSTORM was performed to investigate low-expressing receptors on cancer cells which can act as targets in personalized immunotherapy. Primary multiple myeloma cells derived from the bone marrow of several patients were analyzed for CD19 expression as potential target for chimeric antigen receptor (CAR)-modified T cells. Depending on the patient, 60–1,600 CD19 molecules per cell were quantified and functional in vitro tests demonstrate that the threshold for CD19 CAR T recognition is below 100 CD19 molecules per target cell. Results are compared with flow cytometry data, and the important roles of efficient labeling and appropriate control experiments are discussed. N2 - Die Plasmamembran gehört zu den am meisten untersuchten, gleichzeitig aber auch zu den komplexesten, vielfältigsten und am wenigsten verstandenen biologischen Strukturen. Ihre Funktion wird nicht nur durch die molekulare Zusammensetzung bestimmt, sondern auch durch die räumliche Anordnung ihrer Bestandteile. Selbst nach Jahrzehnten intensiver Forschung und der Veröffentlichung dutzender Membranmodelle und Theorien bleibt die genaue strukturelle Organisation der Plasmamembran ein Rätsel. Moderne Bildgebungsverfahren wie etwa die hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie gehören mittlerweile zu den effizientesten Techniken der Lebenswissenschaften und werden immer öfter verwendet, um die räumliche Anordnung als auch die Anzahl von Biomolekülen in fixierten und lebenden Zellen zu studieren. Im Rahmen dieser Arbeit wurde die hochauflösende Mikroskopie-Methode dSTORM (direct stochastic optical reconstruction microscopy) angewendet, um die räumliche Verteilung von Membranmolekülen mit annähernd molekularer Auflösung zu untersuchen. Schwerpunkte dieser Arbeit sind dabei verschiedene Präparations- und Färbemethoden für die mikroskopische Untersuchung von Zellmembranen sowie lokalisationsbasierte quantitative Analysemethoden von Membranmolekülen. Eine Voraussetzung für die räumliche als auch quantitative Analyse von Membranmolekülen ist die Vermeidung von Photoschalt-Artefakten in rekonstruierten Lokalisationsmikroskopie-Bildern. Um dies genauer zu demonstrieren, wurden die Auswirkungen von Anregungsintensität, Markierungsdichte und verändertem Photoschalten auf die räumliche Verteilung von Proteinen der Plasma- und Mitochondrienmembran in dSTORM-Bildern analysiert. Es wird gezeigt, dass eine dicht markierte Plasmamembran in Kombination mit ungeeigneten Photoschaltraten zu artifiziellen Clustern in der Membran führt. Es sind vor Allem oft die Projektionen dreidimensionaler Membranstrukturen wie etwa Mikrovilli und Vesikel dafür verantwortlich, dass lokale Unterschiede in der Lokalisationsdichte entstehen, wodurch unter Umständen Bildartefakte generiert werden können. Darüber hinaus werden alternative Mikroskopie-Methoden und Möglichkeiten, Artefakte in Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie-Bildern zu verhindern, präsentiert und ausführlich diskutiert. Ein weiteres zentrales Thema dieser Arbeit ist die räumliche Anordnung von glykosylierten Membranmolekülen. Es wird demonstriert, wie ein bioorthogonales chemisches Reportersystem bestehend aus modifizierten Monosacchariden und organischen Fluorophoren für die spezifische Markierung von Membran-assoziierten Glykoproteinen und –lipiden eingesetzt werden kann. Mittels dSTORM wird gezeigt, dass die Verteilung von Glykanen in der Plasmamembran unterschiedlicher Zelllinien homogen und frei von Clustern ist. Des Weiteren zeigt eine quantitative Analyse, dass sich in etwa fünf Millionen Glykane auf einer einzigen Zelle befinden. Die Ergebnisse demonstrieren, dass die Kombination aus metabolisch markierten Zielmolekülen, Click-Chemie und Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie effizient genutzt werden kann, um Glykokonjugate auf Zelloberflächen zu untersuchen. In einem dritten Projekt wurde dSTORM zur Untersuchung von Rezeptormolekülen auf Krebszellen verwendet. Die Expression dieser Oberflächenproteine ist so gering, dass sich nur wenige Moleküle auf einer Zelle befinden, die jedoch als Zielmoleküle in der personalisierten Immuntherapie dienen könnten. Dafür wurden primäre Tumorzellen aus dem Knochenmark von Patienten, die am Multiplen Myelom erkrankt sind, auf die Expression des CD19-Oberflächenproteins als potentielles Ziel für CAR-modifizierte T-Zellen (chimeric antigen receptor) untersucht. Es wird gezeigt, dass sich, abhängig vom untersuchten Patienten, auf einer Zelle 60 bis 1600 CD19-Moleküle befinden. Funktionale in-vitro-Experimente demonstrieren, dass weniger als 100 CD19 Moleküle ausreichen, um CD19-CAR-T-Zellen zu aktivieren. Diese Ergebnisse werden mit Durchflusszytometrie-Daten verglichen und die wichtige Rolle von Lebendzellfärbung und geeigneten Kontrollexperimenten wird diskutiert. KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Quantifizierung KW - Polysaccharide KW - Immuntherapie KW - Antigen CD19 KW - super-resolution fluorescence microscopy KW - dSTORM KW - click chemistry KW - plasma membrane organization KW - localization microscopy KW - artifacts KW - Hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie KW - Plasmamembranorganisation KW - Click Chemie KW - Glykane Y1 - 2019 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-162139 ER -