TY - THES A1 - Wolter, Steve T1 - Single-molecule localization algorithms in super-resolution microscopy T1 - Einzelmoleküllokalisierungsalgorithmen in der superauflösenden Mikroskopie N2 - Lokalisationsmikroskopie ist eine Methodenklasse der superauflösenden Fluoreszenzmikroskopie, deren Methoden sich durch stochastische zeitliche Isolation der Fluoreszenzemission auszeichnen. Das Blinkverhalten von Fluorophoren wird so verändert, dass gleichzeitige Aktivierung von einander nahen Fluorophoren unwahrscheinlich ist. Bekannte okalisationsmikroskopische Methoden umfassen dSTORM, STORM, PALM, FPALM, oder GSDIM. Lokalisationsmikroskopie ist von hohem biologischem Interesse, weil sie die Auflösung des Fluoreszenzmikroskops bei minimalem technischem Aufwand um eine Größenordnung verbessert. Der verbundene Rechenaufwand ist allerdings erheblich, da Millionen von Fluoreszenzemissionen einzeln mit Nanometergenauigkeit lokalisiert werden müssen. Der Rechen- und Implementationsaufwand dieser Auswertung hat die Verbreitung der superauflösenden Mikroskopie lange verzögert. Diese Arbeit beschreibt meine algorithmische Grundstruktur für die Auswertung lokalisationsmikroskopischer Daten. Die Echtzeitfähigkeit, d.h. eine Auswertegeschwindigkeit oberhalb der Datenaufnahmegeschwindigkeit an normalen Messaufbauten, meines neuartigen und quelloffenen Programms wird demonstriert. Die Geschwindigkeit wird auf verbrauchermarktgängigen Prozessoren erreicht und dadurch spezialisierte Rechenzentren oder der Einsatz von Grafikkarten vermieden. Die Berechnung wird mit dem allgemein anerkannten Gaussschen Punktantwortmodell und einem Rauschmodell auf Basis der größten Poissonschen Wahrscheinlichkeit durchgeführt. Die algorithmische Grundstruktur wird erweitert, um robuste und optimale Zweifarbenauswertung zu realisieren und damit korrelative Mikroskopie zwischen verschiedenen Proteinen und Strukturen zu ermöglichen. Durch den Einsatz von kubischen Basissplines wird die Auswertung von dreidimensionalen Proben vereinfacht und stabilisiert, um präzisem Abbilden von mikrometerdicken Proben näher zu kommen. Das Grenzverhalten von Lokalisationsalgorithmen bei hohen Emissionsdichten wird untersucht. Abschließend werden Algorithmen für die Anwendung der Lokalisationsmikroskopie auf verbreitete Probleme der Biologie aufgezeigt. Zelluläre Bewegung und Motilität werden anhand der in vitro Bewegung von Myosin-Aktin-Filamenten studiert. Lebendzellbildgebung mit hellen und stabilen organischen Fluorophoren wird mittels SNAP-tag-Fusionsproteinen realisiert. Die Analyse des Aufbaus von Proteinklumpen zeigt, wie Lokalisationsmikroskopie neue quantitative Ansätze jenseits reiner Bildgebung bietet. N2 - Localization microscopy is a class of super-resolution fluorescence microscopy techniques. Localization microscopy methods are characterized by stochastic temporal isolation of fluorophore emission, i.e., making the fluorophores blink so rapidly that no two are likely to be photoactive at the same time close to each other. Well-known localization microscopy methods include dSTORM}, STORM, PALM, FPALM, or GSDIM. The biological community has taken great interest in localization microscopy, since it can enhance the resolution of common fluorescence microscopy by an order of magnitude at little experimental cost. However, localization microscopy has considerable computational cost since millions of individual stochastic emissions must be located with nanometer precision. The computational cost of this evaluation, and the organizational cost of implementing the complex algorithms, has impeded adoption of super-resolution microscopy for a long time. In this work, I describe my algorithmic framework for evaluating localization microscopy data. I demonstrate how my novel open-source software achieves real-time data evaluation, i.e., can evaluate data faster than the common experimental setups can capture them. I show how this speed is attained on standard consumer-grade CPUs, removing the need for computing on expensive clusters or deploying graphics processing units. The evaluation is performed with the widely accepted Gaussian PSF model and a Poissonian maximum-likelihood noise model. I extend the computational model to show how robust, optimal two-color evaluation is realized, allowing correlative microscopy between multiple proteins or structures. By employing cubic B-splines, I show how the evaluation of three-dimensional samples can be made simple and robust, taking an important step towards precise imaging of micrometer-thick samples. I uncover the behavior and limits of localization algorithms in the face of increasing emission densities. Finally, I show up algorithms to extend localization microscopy to common biological problems. I investigate cellular movement and motility by considering the in vitro movement of myosin-actin filaments. I show how SNAP-tag fusion proteins enable imaging with bright and stable organic fluorophores in live cells. By analyzing the internal structure of protein clusters, I show how localization microscopy can provide new quantitative approaches beyond pure imaging. KW - super-resolution microscopy KW - fluorescence KW - scientific computing KW - dSTORM KW - localization microscopy KW - PALM KW - 3D microscopy KW - two-color microscopy KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Bildauflösung KW - Bioinformatik Y1 - 2014 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-109370 ER - TY - THES A1 - Löschberger, Anna T1 - Biologische Referenzstrukturen und Protokolloptimierung in der hochauflösenden Fluoreszenzmikroskopie mit dSTORM T1 - Biological model structures and optimization of protocols in super-resolution fluorescence microscopy with dSTORM N2 - Die Lokalisationsmikroskopie ist eine neue, vielversprechende Methode der hochauflösenden Fluoreszenzmikroskopie. Sie ermöglicht detaillierte Einblicke in die Organisation und den strukturellen Aufbau von Zellen. Da die Vorbereitung der Proben und das Aufnehmen der Bilder im Vergleich zu herkömmlichen Methoden höhere Anforderungen stellt, mussten ihr Potential und ihre Zuverlässigkeit erst noch überzeugend gezeigt werden. Bis vor kurzem wurde das Auflösungsvermögen vor allem an Mikrotubuli gezeigt, deren filamentöse Struktur allerdings schon in konfokalen Bildern zu erkennen ist. Deswegen wurde in dieser Dissertation der Kernporenkomplex (NPC), dessen Struktur in der konventionellen Fluoreszenzmikroskopie nicht auflösbar ist, als Modellstruktur für die hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie eingeführt. Dazu wurden Kernporenkomplexe aus Kernhüllen von Xenopus laevis Oocyten mit dSTORM (direct stochastic optical reconstruction microscopy), einer Methode der Lokalisationsmikroskopie, hochaufgelöst. Damit konnte nun erstmals die Achtfachsymmetrie dieses Proteinkomplexes lichtmikroskopisch dargestellt werden. Desweiteren konnte der Zentralkanal mit einem Durchmesser von ca. 40 nm aufgelöst werden. Die Daten eigneten sich außerdem für eine automatisierte Bildanalyse nach dem sogenannten "particle averaging" - einer aus der Elektronenmikroskopie bekannten Methode, um eine Durchschnittsstruktur zu ermitteln. Darüber hinaus wurden Zweifach-Färbungen von NPCs benutzt, um verschiedene Ansätze für Zweifarben-Aufnahmen mit dSTORM zu testen. Neben dem mittlerweile standardmäßig benutzten, sequentiellen Ansatz mit zwei spektral getrennten Farbstoffen, wurde auch ein simultaner Ansatz mit zwei spektral überlappenden Farbstoffen erfolgreich angewandt. Auch für 3D-Messungen mit den Ansätzen Biplane und Astigmatismus eignete sich die Markierung der Kernhülle. Hier wurden jedoch A6-Zellen benutzt und die Krümmung des Zellkerns über die gefärbten Kernporen dargestellt. dSTORM-Messungen können nicht nur an fixierten, sondern auch in lebenden Zellen durchgeführt werden. Hierzu eignen sich vor allem sehr immobile Proteine, wie H2B oder Lamin C. Anhand von SNAP-Tag- und Halo-Tag-Konstrukten konnte gezeigt werden, dass sich kommerziell erhältliche, organische Farbstoffe auch in endogener zellulärer Umgebung schalten lassen, wodurch Lebendzell-Aufnahmen mit dSTORM möglich sind. Ein weiterer Teil dieser Arbeit befasst sich mit korrelativen Aufnahmen aus dSTORM und Rasterelektronenmikroskopie (SEM). Hierzu wurden Xenopus laevis Kernhüllen zuerst mit dSTORM hochaufgelöst und danach für die EM präpariert. Anschließend wurden zugehörige Bereiche am Rasterelektronenmikroskop aufgenommen. Mit den erhaltenen korrelativen Bildern konnte gezeigt werden, dass sich dSTORM und SEM bei geeigneten Proben durchaus kombinieren lassen. Proteine können somit spezifisch markiert und im Rahmen ihrer strukturellen Umgebung mit nahezu molekularer Auflösung dargestellt werden. Da hochwertige Aufnahmen eine ausgereifte Probenpräparation voraussetzen, darf deren Etablierung nicht zu kurz kommen. Unter dieser Prämisse wurde ein optimiertes Markierungsprotokoll mit dem Namen ClickOx entwickelt. Mit ClickOx bleibt bei der kupferkatalysierten Azid-Alkin-Cycloaddition die Feinstruktur von Aktinfilamenten, sowie die Fluoreszenz fluoreszierender Proteine, deutlich sichtbar erhalten. Während bei den klassischen Click-Protokollen auf Grund der Entstehung von reaktiven Sauerstoff-Spezies (ROS) feine zelluläre Strukturen, wie Aktinfilamente, angegriffen oder zerstört werden, schützt das neue Protokoll mit enzymatischem Sauerstoffentzug Proteine und somit Strukturen vor Reaktionen mit ROS. Das unterstreicht, wie wichtig es ist auch sogenannte "etablierte" Protokolle weiterzuentwickeln, denn bestimmte Nebeneffekte in Präparationen werden unter Umständen erstmals in der Hochauflösung sichtbar. Ein weiterer Aspekt war die Untersuchung des Einflusses von D1 auf die Chromatinorganisation. Mit verschiedenen mikroskopischen Methoden konnten Hinweise auf eine mögliche DNA-Cross-Linking-Fähigkeit dieses Proteins gesammelt werden. Hier wurde die Einzelmolekülinformation der dSTORM-Filme genutzt, um unterschiedliche Grade von DNA- bzw. Chromatin-Akkumulation zu vergleichen. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass wildtypisches D1 DNA vernetzen kann. Dies erfolgt über die sogenannten AT-Haken-Motive. Sobald diese alle durch Mutation funktionsunfähig gemacht werden - wie bei der verwendeten R10xG-Mutante - lässt sich keine Akkumulation der DNA mehr beobachten. Neben der Chromatinaggregation durch D1-Expression konnte in FRAP-Experimenten gezeigt werden, dass nur die "echten" AT-Haken eine hohe Affinität zum Chromatin aufweisen, die sogenannten "potentiellen" hingegen nicht. N2 - Localization microscopy is a new and promising imaging technique, which provides detailed insights into cellular organization and structural composition of cells with high spatial resolution. Due to the challenging preparation of samples and demanding imaging procedure, its potential and reliability had to be proven. Until recently the resolution has been shown mainly on microtubules, whose structure is already visible in confocal images. This thesis introduced the nuclear pore complex (NPC) as a more demanding model structure for super-resolution fluorescence microscopy as the structure of NPCs can not be resolved with conventional fluorescence microscopy. For this purpose nuclear envelopes of Xenopus laevis oocytes were highly resolved with dSTORM (direct stochastic optical reconstruction microscopy). With this localization microscopy method it was further possible to resolve the eightfold symmetry of nuclear pore complexes with light microscopy for the first time. In addition the central channel could be resolved with a diameter of about 40 nm. Furthermore, the localizations were used for single particle averaging, a well known image analysis method from electron microscopy, to calculate an average structure. Double staining of NPCs was used to check the potential of two-color imaging with dSTORM. Beside the common way of sequential imaging with two clearly spectrally separated dyes, a spectral demixing approach with spectrally overlapping dyes was applied. Labeling the nuclear envelope was also suitable for 3D measurements using two different approaches, i.e. biplane and astigmatism. In this case, labeled NPCs of Xenopus laevis A6-cells were used to illustrate the bending of the nucleus. dSTORM can be applied not only in fixed but also in living cells. Immobile proteins such as H2B or lamin C are especially suitable for this approach. Using fusion proteins with SNAP-Tag or Halo-Tag, it was shown that photoswitching of commercially available organic dyes is possible in an endogenous cellular environment and thus enabeling dSTORM in living cells. Another aspect of this work covers correlative microscopy using dSTORM and scanning electron microscopy (SEM). Therefor nuclear envelopes of Xenopus laevis were first imaged with dSTORM and then prepared for SEM. After that, corresponding areas were imaged with SEM. The resulting correlative images showed clearly that - assuming one has appropriate samples - dSTORM and SEM can be fairly combined. This way specifically labeled proteins can be imaged with nearly molecular resolution in the context of their structural environment. Since the quality of localization microscopy strongly depends on sample preparation, ongoing developments of labeling protocols are required. On this premise an optimized labeling protocol called ClickOx was developed. ClickOx clearly preserves the fine structure of actin filaments and the fluorescence of fluorescent proteins when using copper-catalyzed azide-alkine-cycloaddition. Whereas fine cellular structures such as actin filaments are affected by reactive oxygen species (ROS) under standard clicking procedures, the new protocol, which contains an enzymatic oxygen scavenger, protects proteins and thus cellular structures from reactions with ROS. This demonstrates the importance of further developing even so called "well established" protocols, because some side effects may appear only in super-resolution. Another aspect adressed the influence of D1 on chromatin organization. Hints for a possible DNA cross-linking ability of D1 were collected using different microscopic approaches. The single-molecule information of dSTORM measurements was used to analyse chromatin aggregation induced by D1 expression. The results indicate that wildtype D1 can cross-link DNA with its AT-hooks. Consequently the loss-of-function mutant R10xG is unable to aggregate chromatin. Furthermore FRAP experiments were performed to demonstrate that only "true" AT-hooks in D1 have a strong affinity to chromatin, but not the so called "potential" AT-hooks. KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Chromatin KW - Kernporen-Komplex KW - Click-Chemie KW - Korrelative Mikroskopie KW - Lokalisationsmikroskopie KW - dSTORM KW - super-resolution KW - Hochauflösung Y1 - 2014 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-102630 ER - TY - THES A1 - Glogger, Marius T1 - Single-molecule fluorescence microscopy in live \(Trypanosoma\) \(brucei\) and model membranes T1 - Einzelmolekül-Fluoreszenzmikroskopie in lebenden \(Trypanosoma\) \(brucei\) und Modellmembranen N2 - Der eukaryotische Parasit Trypanosoma brucei hat komplexe Strategien entwickelt um der Immunantwort eines Wirtes zu entkommen und eine persistente Infektion innerhalb dessen aufrechtzuerhalten. Ein zentrales Element seiner Verteidigungsstrategie stützt sich auf die Schutzfunktion seines Proteinmantels auf der Zelloberfläche. Dieser Mantel besteht aus einer dichten Schicht aus identischen, Glykosylphosphatidylinositol (GPI)-verankerten variablen Oberflächenglykoproteinen (VSG). Der VSG Mantel verhindert die Erkennung der darunterliegenden, invarianten Epitope durch das Immunsystem. Obwohl es notwendig ist die Funktionsweise des VSG Mantels zu verstehen, vor allem um ihn als mögliches Angriffsziel gegen den Parasiten zu verwenden, sind seine biophysikalischen Eigenschaften bisher nur unzureichend verstanden. Dies ist vor allem der Tatsache geschuldet, dass die hohe Motilität der Parasiten mikroskopische Studien in lebenden Zellen bisher weitestgehend verhinderten. In der vorliegenden Arbeit wird nun hochmoderne Einzelmolekül-Fluoreszenzmikroskopie (EMFM) als Möglichkeit für mikroskopische Untersuchungen im Forschungsbereich der Trypanosomen vorgestellt. Die Arbeit umfasst Untersuchungen der VSG Dynamik unter definierten Bedingungen künstlicher Membransysteme. Es wurde zuerst der Einfluss der lateralen Proteindichte auf die VSG Diffusion untersucht. Experimente mittels Fluoreszenz- Wiederkehr nach irreversiblem Photobleichen und komplementäre Einzelmolekül- Verfolgungs Experimente offenbarten, dass ein molekularer Diffusionsschwellenwert existiert. Über diesem Schwellenwert wurde eine dichteabhänige Reduzierung des Diffusionskoeffizienten gemessen. Eine relative Quantifizierung der rekonstituierten VSGs verdeutlichte, dass der Oberflächenmantel der Trypanosomen sehr nahe an diesem Schwellenwert agiert. Der VSG Mantel ist optimiert um eine hohe Proteindichte bei gleichzeitiger hoher Mobilität der VSGs zu gewährleisten. Des Weiteren wurde der Einfluss der VSG N-Glykosylierung auf die Diffusion des Proteins quantitativ untersucht. Die Messungen ergaben, dass die N-Glykosylierung dazu beiträgt eine hohe Mobilität bei hohen Proteindichten aufrechtzuerhalten. Eine detaillierte Analyse von VSG Trajektorien offenbarte, dass zwei unterschiedliche Populationen frei diffundierender VSGs in der künstlichen Membran vorlagen. Kürzlich wurde entdeckt, dass VSGs zwei strukturell unterschiedliche Konformationen annehmen können. Die Messungen in der Arbeit stimmen mit diesen Beschreibungen überein. Die Ergebnisse der EMFM in künstlichen Membranen wurden durch VSG Einzelmolekül- Verfolgungs Experimente auf lebenden Zellen ergänzt. Es wurde eine hohe Mobilität und Dynamik einzelner VSGs gemessen, was die allgemein dynamische Natur des VSG Mantels verdeutlicht. Dies führte zu der Schlussfolgerung, dass der VSG Mantel auf lebenden Trypanosomen ein dichter und dennoch dynamischer Schutzmantel ist. Die Fähigkeit der VSGs ihre Konformation flexibel anzupassen, unterstützt das Erhalten der Fluidität bei variablen Dichten. Diese Eigenschaften des VSG Mantels sind elementar für die Aufrechterhaltung einer presistenden Infektion eines Wirtes. In dieser Arbeit werden des Weiteren verschiedene, auf Hydrogel basierende Einbettungsmethoden vorgestellt. Diese ermöglichten die Zellimmobilisierung und erlaubten EMFM in lebenden Trypanosomen. Die Hydrogele wiesen eine hohe Zytokompatibilität auf. Die Zellen überlebten in den Gelen für eine Stunde nach Beginn der Immobilisierung. Die Hydrogele erfüllten die Anforderungen der Superresolution Mikroskopie (SRM) da sie eine geringe Autofluoreszenz im Spektralbereich der verwendeten Fluorophore besaßen. Mittels SRM konnte nachgewiesen werden, dass die Hydrogele die Zellen effizient immobilisierten. Als erstes Anwendungsbeispiel der Methode wurde die Organisation der Plasmamembran in lebenden Trypanosomen untersucht. Die Untersuchung eines fluoreszenten Tracers in der inneren Membranschicht ergab, dass dessen Verteilung nicht homogen war. Es wurden spezifische Membrandomänen gefunden, in denen das Molekül entweder vermehrt oder vermindert auftrat. Dies führte zu der Schlussfolgerung, dass diese Verteilung durch eine Interaktion des Tracers mit Proteinen des zellulären Zytoskeletts zustande kam. Die in dieser Arbeit präsentierten Ergebnisse zeigen, dass EMFM erfolgreich für verschiedene biologische Untersuchungen im Forschungsfeld der Trypanosomen angewendet werden kann. Dies gilt zum Beispiel für die Untersuchung von der VSG Dynamik in künstlichen Membransystemen, aber auch für Studien in lebenden Zellen unter Verwendung der auf Hydrogelen basierenden Zelleinbettung. N2 - The eukaryotic parasite Trypanosoma brucei has evolved sophisticated strategies to escape the host immune response and maintain a persistent infection inside a host. One central feature of the parasite’s defense mechanism relies on the shielding function of their surface protein coat. This coat is composed of a dense arrangement of one type of glycosylphosphatidylinositol (GPI)-anchored variant surface glycoproteins (VSGs) which impair the identification of epitopes of invariant surface proteins by the immune system. In addition to the importance of understanding the function of the VSG coat and use it as a potential target to efficiently fight the parasite, it is also crucial to study its biophysical properties as it is not yet understood sufficiently. This is due to the fact that microscopic investigations on living trypanosomes are limited to a great extent by the intrinsic motility of the parasite. In the present study, state-of-the-art single-molecule fluorescence microscopy (SMFM) is introduced as a tool for biophysical investigations in the field of trypanosome research. The work encompasses studies of VSG dynamics under the defined conditions of an artificial supported lipid bilayer (SLB). First, the impact of the lateral protein density on VSG diffusion was systematically studied in SLBs. Ensemble fluorescence after photobleaching (FRAP) and complementary single-particle tracking experiments revealed that a molecular crowding threshold (MCT) exists, above which a density dependent decrease of the diffusion coefficient is measured. A relative quantification of reconstituted VSGs illustrated that the VSG coat of living trypanosomes operates very close to its MCT and is optimized for high density while maintaining fluidity. Second, the impact of VSG N-glycosylation on VSG diffusion was quantitatively investigated. N-glycosylation was shown to contribute to preserving protein mobility at high protein concentrations. Third, a detailed analysis of VSG trajectories revealed that two distinct populations of freely diffusing VSGs were present in a SLB, which is in agreement with the recent finding, that VSGs are able to adopt two main structurally distinct conformations. The results from SLBs were further complemented by single-particle tracking experiments of surface VSGs on living trypanosomes. A high mobility and free diffusion were measured on the cell surface, illustrating the overall dynamic nature of the VSG coat. It was concluded that the VSG coat on living trypanosomes is a protective structure that combines density and mobility, which is supported by the conformational flexibility of VSGs. These features are elementary for the persistence of a stable infection in the host. Different hydrogel embedding methods are presented, that facilitated SMFM in immobilized, living trypanosomes. The hydrogels were found to be highly cytocompatible for one hour after cross-linking. They exhibited low autofluorescence properties in the spectral range of the investigations, making them suitable for super-resolution microscopy (SRM). Exemplary SRM on living trypanosomes illustrated that the hydrogels efficiently immobilized the cells on the nanometer lever. Furthermore, the plasma membrane organization was studied in living trypanosomes. A statistical analysis of a tracer molecule inside the inner leaflet of the plasma membrane revealed that specific membrane domains exist, in which the tracer appeared accumulated or diluted. It was suggested that this distribution was caused by the interaction with proteins of the underlying cytoskeleton. In conclusion, SMFM has been successfully introduced as a tool in the field of trypanosome research. Measurements in model membranes facilitated systematic studies of VSG dynamics on the single-molecule level. The implementation of hydrogel immobilization allowed for the study of static structures and dynamic processes with high spatial and temporal resolution in living, embedded trypanosomes for the first time. KW - Single-molecule fluorescence microscopy KW - Trypanosoma brucei KW - Variant surface glycoprotein KW - Trypanosoma brucei KW - Virulenzfaktor KW - Zelloberfläche KW - Glykoproteine KW - Fluoreszenzmikroskopie Y1 - 2018 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-169222 ER - TY - THES A1 - Aufmkolk, Sarah T1 - Super-Resolution Microscopy of Synaptic Proteins T1 - Hochauflösende Mikroskopie von Synaptischen Proteinen N2 - The interaction of synaptic proteins orchestrate the function of one of the most complex organs, the brain. The multitude of molecular elements influencing neurological correlations makes imaging processes complicated since conventional fluorescence microscopy methods are unable to resolve structures beyond the diffraction-limit. The implementation of super-resolution fluorescence microscopy into the field of neuroscience allows the visualisation of the fine details of neural connectivity. The key element of my thesis is the super-resolution technique dSTORM (direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy) and its optimisation as a multi-colour approach. Capturing more than one target, I aim to unravel the distribution of synaptic proteins with nanometer precision and set them into a structural and quantitative context with one another. Therefore dSTORM specific protocols are optimized to serve the peculiarities of particular neural samples. In one project the brain derived neurotrophic factor (BDNF) is investigated in primary, hippocampal neurons. With a precision beyond 15 nm, preand post-synaptic sites can be identified by staining the active zone proteins bassoon and homer. As a result, hallmarks of mature synapses can be exhibited. The single molecule sensitivity of dSTORM enables the measurement of endogenous BDNF and locates BDNF granules aligned with glutamatergic pre-synapses. This data proofs that hippocampal neurons are capable of enriching BDNF within the mature glutamatergic pre-synapse, possibly influencing synaptic plasticity. The distribution of the metabotropic glutamate receptor mGlu4 is investigated in physiological brain slices enabling the analysis of the receptor in its natural environment. With dual-colour dSTORM, the spatial arrangement of the mGlu4 receptor in the pre-synaptic sites of parallel fibres in the molecular layer of the mouse cerebellum is visualized, as well as a four to six-fold increase in the density of the receptor in the active zone compared to the nearby environment. Prior functional measurements show that metabotropic glutamate receptors influence voltage-gated calcium channels and proteins that are involved in synaptic vesicle priming. Corresponding dSTORM data indeed suggests that a subset of the mGlu4 receptor is correlated with the voltage-gated calcium channel Cav2.1 on distances around 60 nm. These results are based on the improvement of the direct analysis of localisation data. Tools like coordinated based correlation analysis and nearest neighbour analysis of clusters centroids are used complementary to map protein connections of the synapse. Limits and possible improvements of these tools are discussed to foster the quantitative analysis of single molecule localisation microscopy data. Performing super-resolution microscopy on complex samples like brain slices benefits from a maximised field of view in combination with the visualisation of more than two targets to set the protein of interest in a cellular context. This challenge served as a motivation to establish a workflow for correlated structured illumination microscopy (SIM) and dSTORM. The development of the visualisation software coSIdSTORM promotes the combination of these powerful super-resolution techniques even on separated setups. As an example, synapses in the cerebellum that are affiliated to the parallel fibres and the dendrites of the Purkinje cells are identified by SIM and the protein bassoon of those pre-synapses is visualised threedimensionally with nanoscopic precision by dSTORM. In this work I placed emphasis on the improvement of multi-colour super-resolution imaging and its analysing tools to enable the investigation of synaptic proteins. The unravelling of the structural arrangement of investigated proteins supports the building of a synapse model and therefore helps to understand the relation between structure and function in neural transmission processes. N2 - Das Zusammenspiel von synaptischen Proteinen organisiert präzise die Funktion eines der komplexesten Organe, dem Gehirn. Die Vielfalt der molekularen Bestandteile, die diese neurologischen Beziehungen beeinflussen, verkomplizieren den Bildgebungsprozess, da die konventionellen Fluoreszenzmikroskopiemethoden Strukturen, die kleiner sind als das Beugungslimit, nicht auflösen können. Die Implementierung der hochauflösenden Fluoreszenzmikroskopie in das Gebiet der Neurowissenschaften ermöglicht die Visualisierung feiner Details neurologischer Verbindungen. Die hochauflösende Mikroskopietechnik dSTORM (direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy) und dessen Optimierung als Mehrfarbenanwendung sind Schlüsselelemente meiner Doktorarbeit. Mit der Möglichkeit mehr als ein Protein zu messen, ist es mein Ziel die Verteilung synaptischer Proteine mit nanometer Genauigkeit zu entschlüsseln und diese in ein strukturelles und quantitativ Verhältnis zueinander zu setzen. Aus diesem Grund wurden dSTORM spezifische Protokolle den Besonderheiten der jeweiligen neuronalen Proben angepasst und optimiert. In einem Projekt wird der neurotrophe Faktor BDNF (brain derived neurotrophic factor) in primären hippocampalen Neuronen untersucht. Mit einer Auflösungspräzision von unter 15 nm kann durch eine Färbung der Proteine Bassoon und Homer in der aktiven Zone die prä- und postsynaptische Seite identifiziert werden. Daraus resultierend können Kennzeichen für vollentwickelte Synapsen erfasst werden. Die Einzelmolekülsensitivität von dSTORM ermöglicht erstmalig die Messung von endogenem BDNF und zeigt, dass die BDNF Gruppierungen entlang von glutamatergen Präsynapsen verteilt sind. Diese Daten beweisen, dass hippocampale Neuronen die Möglichkeit haben, BDNF in der vollausgebildeten glutamatergen Präsynapse anzureichern und somit möglicherweise synaptische Plastizität beeinflussen. Die Verteilung des metabotropen Glutamatrezeptors mGlu4 wird in physiologischen Gehirnschnitten untersucht. Das ermöglicht den Rezeptor in seiner natürlichen Umgebung zu analysieren. Mit Zweifarben-dSTORM Messungen wird das räumliche Arrangement der mGlu4 Rezeptoren in der Präsynapse der parallelen Fasern der molekularen Schicht des Mauskleinhirns visualisiert und eine vier- bis sechsfache erhöhte Dichte des Rezeptors in der aktiven Zone, verglichen mit dem näheren Umfeld, aufgezeigt. Vorausgegangende funktionale Messungen zeigen, dass metabotrope Glutamatrezeptoren spannungsgesteuerte Calciumkanäle und Proteine, die in synaptische Vesikelgrundierung involviert sind, beeinflussen. Entsprechende dSTORM Daten deuten darauf hin, dass ein Teil der mGlu4 Rezeptoren mit dem spannungsgesteuerten Calciumkanal Cav2.1 auf einer Distanz von circa 60 nm korreliert ist. Diese Ergebnisse basieren auf der Verbesserung der direkten Analyse der Lokalisationsdatensätze. Werkzeuge, wie die Koordinaten basierte Korrelationsanalyse und die Nächste Nachbaranalyse von Clusterschwerpunkten werden sich ergänzend benutzt, um ein umfassendes Bild von Proteinverbindungen in der Synapse zu erzeugen. Die Grenzen und die Verbesserungsmöglichkeiten dieser Werkzeuge werden diskutiert, um die quantitative Analyse von Einzelmoleküldatensätzen voranzubringen. Die Durchführung von hochauflösender Mikroskopie an komplexen Proben, wie Gehirnschnitten, wird begünstigt durch die Maximierung der Aufnahmefläche in Kombination mit der Möglichkeit mehr als zwei Zielstrukturen zu visualisieren, um somit das Protein von primären Interesse in einen zellulären Zusammenhang zu setzen. Diese Herausforderung hat als Motivation gedient, ein Messprotokoll für korrelierte Strukturierte Beleuchtungsmikroskopie (SIM) und dSTORM zu etablieren. Die Entwicklung der Visualisierungssoftware coSIdSTORM erleichtert die Kombination dieser beiden leistungsstarken, hochauflösenden Techniken, sogar wenn diese auf getrennten Mikroskopieaufbauten umgesetzt werden. Als ein Beispiel werden Synapsen, die zwischen den parallelen Fasern in der molekularen Schicht des Cerebellums und den Purkinje-Zellen ausgebildet werden, mit SIM identifiziert und das Protein Bassoon in diesen Präsynapsen wird mit einer nanometergenauen Präzision drei-dimensional mit dSTORM Messungen visualisiert. In meiner Arbeit habe ich den Fokus auf die Weiterentwickelung von hochauflösender Mehrfarbenmikroskopie und die damit verbundenen analytischen Werkzeuge gelegt, sodass die Untersuchung von synaptischen Proteinen ermöglicht wird. Die Herausarbeitung des strukturellen Arrangements der untersuchten synaptischen Proteine unterstützt den Aufbau eines Models der Synapse und erweitert somit das Verständnis des Zusammenhangs von Struktur und Funktion in neuronalen Übertragungsvorgängen. KW - Hochauflösende Mikroskopie KW - correlative methods KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Synaptische Proteine KW - Korrelative Mikroskopie KW - dSTORM KW - SIM KW - fluorescence KW - super-resolution microscopy KW - localization microscopy KW - two-color microscopy KW - synapse KW - synaptic proteins Y1 - 2018 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-151976 ER - TY - THES A1 - Bartossek, Thomas T1 - Structural and functional analysis of the trypanosomal variant surface glycoprotein using x-ray scattering techniques and fluorescence microscopy T1 - Strukturelle und funktionale Analyse des variablen Oberflächenproteins von Trypanosoma brucei mithilfe vön Röntgenstreutechniken und Fluoreszenzmikroskopie N2 - Trypanosoma brucei is an obligate parasite and causative agent of severe diseases affecting humans and livestock. The protist lives extracellularly in the bloodstream of the mammalian host, where it is prone to attacks by the host immune system. As a sophisticated means of defence against the immune response, the parasite’s surface is coated in a dense layer of the variant surface glycoprotein (VSG), that reduces identification of invariant epitopes on the cell surface by the immune system to levels that prevent host immunity. The VSG has to form a coat that is both dense and mobile, to shield invariant surface proteins from detection and to allow quick recycling of the protective coat during immune evasion. This coat effectively protects the parasite from the harsh environment that is the mammalian bloodstream and leads to a persistent parasitemia if the infection remains untreated. The available treatment against African Trypanosomiasis involves the use of drugs that are themselves severely toxic and that can lead to the death of the patient. Most of the drugs used as treatment were developed in the early-to-mid 20th century, and while developments continue, they still represent the best medical means to fight the parasite. The discovery of a fluorescent VSG gave rise to speculations about a potential interaction between the VSG coat and components of the surrounding medium, that could also lead to a new approach in the treatment of African Trypanosomiasis that involves the VSG coat. The initially observed fluorescence signal was specific for a combination of a VSG called VSG’Y’ and the triphenylmethane (TPM) dye phenol red. Exchanging this TPM to a bromo-derivative led to the observation of another fluorescence effect termed trypanicidal effect which killed the parasite independent of the expressed VSG and suggests a structurally conserved feature between VSGs that could function as a specific drug target against T. b. brucei. The work of this thesis aims to identify the mechanisms that govern the unique VSG’Y’ fluorescence and the trypanocidal effect. Fluorescence experiments and protein mutagenesis of VSG’Y’ as well as crystallographic trials with a range of different VSGs were utilized in the endeavour to identify the binding mechanisms between TPM compounds and VSGs, to find potentially conserved structural features between VSGs and to identify the working mechanisms of VSG fluorescence and the trypanocidal effect. These trials have the potential to lead to the formulation of highly specific drugs that target the parasites VSG coat. During the crystallographic trials of this thesis, the complete structure of a VSG was solved experimentally for the first time. This complete structure is a key component in furthering the understanding of the mechanisms governing VSG coat formation. X-ray scattering techniques, involving x-ray crystallography and small angle x-ray scattering were applied to elucidate the first complete VSG structures, which reveal high flexibility of the protein and supplies insight into the importance of this flexibility in the formation of a densely packed but highly mobile surface coat. N2 - Trypanosoma brucei ist ein eukaryotischer Parasit welcher bei Menschen und Nutztieren schwere Krankheiten auslöst. Der Protist lebt extrazellulär im Blutstrom seines Säugetier-Wirtes, in welchem er unter konstantem Angriff durch das Wirts-Immunsystem steht. Als ausgeklügelte Methode zur Umgehung der Immunantwort besitzt der Parasit einen dichten Oberflächenmantel des variablen Oberflächen-Glycoproteins (VSG), welcher die Identifikation invariabler Oberflächenproteine durch das Immunsystem erschwert und Wirts-Immunität gegen den Parasiten verhindert. Der gebildete VSG-Mantel muss gleichzeitig eine hohe Dichte besitzt, um invariable Oberflächenproteine vor Immundetektion zu beschützen, und eine hohe Mobilität aufweisen, um ein schnelles Recycling des Schutzmantels während Immunantworten zu gewährleisten. Dieser Mantel schützt den Parasiten effektiv vor dem Wirts-Immunsystem und führt bei fehlender Behandlung des Patienten zur persistenten Parasitemie durch Trypanosoma brucei. Die verfügbaren Behandlung gegen die Afrikanische Trypanosomiasis beinhaltet die Benutzung von Medikamenten welche ihrerseits z.T. stark toxisch sind und den Tod des Patienten verursachen können. Ein Großteil der verfügbaren Medikamente wurden zu Beginn des letzten Jahrhunderts entwickelt und stellen trotz anhaltenden Entwicklungen noch immer die beste Lösung im Kampf gegen den Parasiten dar. Die Entdeckung eines fluoreszierenden VSGs deutete auf eine Interaktionen zwischen dem VSG Mantel und Bestandteilen des umgebenden Medium hin, welche die Entwicklung von Medikamenten mit dem VSG Mantel als Drug Target ermöglichen könnte. Das ursprünglich beobachtete Fluoreszenz-Signal war spezifisch für eine Kombination eines VSG namens VSG’Y’ und dem Triphenylmethan (TPM) Phenolrot. Der Austausch von Phenolrot gegen ein Brom-Derivat führte zur Beobachtung eines weiteren Fluoreszenz-Effekts, welcher unabhängig vom exprimierten VSG auftritt und letal für den Parasiten ist. Dieser so genannten Trypanozide Effekt lässt auf konservierte Strukturen schließen, welche von allen VSGs geteilt werden und als hochspezifisches Drug Target gegen T. b. brucei fungieren könnten. Das Ziel der vorliegenden Arbeit war es, die Mechanismen zu identifizieren, welche die einzigartige VSG’Y’-Fluoreszenz und den Trypanoziden Effekt auslösen. Fluoreszenz-Experimente und Protein-Mutagenese von VSG’Y’, sowie röntgenkristallographische Analysen mit mehreren unterschiedlichen VSGs wurden in dem Bestreben durchgeführt, die Bindung zwischen VSGs und TPMs zu charakterisieren, potentiell konservierte Strukturen von VSGs zu finden und die Mechanismen der einzigartigen VSG’Y’-Fluoreszenz und des Trypanoziden Effekts zu identifizieren. Diese Arbeiten haben das Potenzial die Formulierung hochspezifischer Medikamente mit VSGs als Drug Target anzutreiben. Im Rahmen der kristallographischen Analysen wurden die ersten vollständigen VSG Strukturen ermittelt, welche eine hohe Bedeutung für das Verständnis über die Bildung des VSG-Mantels haben. Die VSG Strukturen wurden u.a. per Röntgenkristallographie und Kleinwinkel-Röntgenstreuung aufgeschlüsselt und zeigten dass VSGs ein hohes Maß an Flexibilität besitzen. Diese Flexibilität ist wichtig für die Bildung eines dichten und hochmobilen VSG-Mantels. KW - Trypanosoma brucei brucei KW - Röntgenstrukturanalyse KW - Röntgen-Kleinwinkelstreuung KW - Mutagenese KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Variables Oberflächen Glycoprotein KW - VSG Y1 - 2018 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-144775 ER - TY - THES A1 - Burgert, Anne T1 - Untersuchung von Sphingolipiden und anderen Membrankonjugaten mittels hochauflösender Fluoreszenzmikroskopie T1 - Analysis of sphingolipids and other membrane conjugates with super-resolution fluorescence microscopy N2 - Methoden der Fluoreszenz-Lokalisationsmikroskopie (engl. single-molecule localization microscopy, SMLM) ermöglichen es Moleküle zu quantifizieren und deren Verteilung zu analysieren. Im Rahmen dieser Arbeit wurden verschiedene Membranmoleküle auf unterschiedlichen eukaryotischen Zellen, aber auch auf Prokaryoten mit dSTORM (engl. direct stochastic optical reconstruction microscopy) oder PALM (engl.: photoactivated localization microscopy) aufgenommen und quantifiziert. Bevor jedoch diese hochauflösende fluoreszenzbasierte Technik für biologische Fragestellungen angewendet werden konnten, mussten zunächst potentielle Artefakt-auslösende Quellen identifiziert und Strategien gefunden werden, um diese zu eliminieren. Eine mögliche Artefakt-Quelle ist eine zu niedrige Photonenzahl, die von Fluorophoren emittiert wird. Werden zu wenige Photonen detektiert, kann die Lokalisation eines Fluorophors weniger präzise bestimmt werden. Dies kann zu einer falschen Abbildung von Strukturen führen oder zu falschen Rückschlüssen über die Verteilung von Molekülen. Eine Möglichkeit die Anzahl der emittierten Photonen zu erhöhen, ist chemische Additive als Triplettlöscher einzusetzen. Sie bewirken, dass die Fluorophore wieder in den Grundzustand relaxieren und somit wieder angeregt werden können. Es wurden verschiedene Additive, die in der Literatur als Triplettlöscher beschrieben sind, getestet. Dazu wurden zunächst ihre Auswirkungen auf den Triplettzustand verschiedener Fluorophore (Alexa Fluor (Al) 488, 532 und 647 und Atto655) mit Hilfe von Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) untersucht. Cyclooctatetraen (COT) bewirkte dabei eine Abnahme der Triplettausbeute von Al488, Al532 und Al647 um ~ 40-60%, bei Atto655 veränderte sie sich nicht. Obwohl die Ergebnisse der FCS-Messungen darauf hindeuten, dass COT in einer erhöhten Anzahl an emittierten Photonen resultiert, konnte dies bei dSTORM-Messungen nicht bestätigt werden. Hier hatte COT nur einen größeren positiven Effekt auf das Fluorophor Al647 (Zunahme um ~ 60%). Eine Erklärung für diese Widersprüchlichkeit zu den Ergebnissen aus den FCS-Messungen, könnte das Vorhandensein des Schaltpuffers bei dSTORM-Messungen sein. Dieser bewirkt den Übergang der Fluorophore in den Aus-Zustand bzw. entzieht dem Puffer Sauerstoff. Bei der Zugabe von 5 mM Kaliumiodid (KI) nahm die Triplettamplitude bei FCS-Messungen nur bei Al488 ab (um ~ 80%). Eine geringe Steigerung (um ~ 10%) der Intensität von Al488 mit KI konnte bei dSTORM-Messungen mit niedrigen Konzentrationen (~ 0,5 mM) erzielt werden. Bei einer Konzentration von 5 mM sank die Intensität jedoch wieder um 40%. Deuteriumoxid (D2O) soll, anders als die Triplettlöscher, eine Verbesserung der Photonenausbeute dadurch bewirken, dass strahlungslose Relaxationsprozesse minimiert werden. Mit dSTORM-Messungen konnte gezeigt werden, dass Atto655 und Al647 in D2O zwar pro An-Zustand mehr Photonen emittieren als in Schaltpuffer ohne D2O, da die Fluorophore hier jedoch schneller bleichen, letztendlich die gleiche Anzahl an Photonen detektiert werden. Um die Anzahl an emittierten Photonen zu erhöhen, eignet sich also nur COT bei dSTORM-Messungen mit AL647 und KI in sehr geringen Konzentrationen bei Al488. D2O kann eingesetzt werden, wenn eine Probe schnell vermessen werden muss, wie zum Beispiel bei Lebendzellmessungen. Nicht nur eine zu niedrige Photonenzahl, auch eine zu geringe Photoschaltrate kann Artefakte bei dSTORM-Messungen erzeugen. Dies wurde anhand von verschiedenen biologischen Strukturen, die mit unterschiedlichen Anregungsintensitäten aufgenommen wurden, deutlich gemacht. Besonders die Aufnahmen von Plasmamembranen sind anfällig für die Generierung von Artefakten. Sie weisen viele inhomogene und lokal dichte Regionen auf. Wenn nun mehr als ein Emitter pro µm² gleichzeitig an ist, erzeugt das Auswertungsprogramm große artifizielle Cluster. Die hier durchgeführten Messungen machen deutlich, wie wichtig es ist, dSTORM-Bilder immer auf mögliche Artefakte hin zu untersuchen, besonders wenn Moleküle quantifiziert werden sollen. Dafür müssen die unbearbeiteten Rohdaten sorgfältig gesichtet werden und notfalls die Messungen mit einer höheren Laserleistung wiederholt werden. Da dSTORM mittlerweile immer mehr zur Quantifizierung eingesetzt wird und Clusteranalysen durchgeführt werden, wäre es sinnvoll bei Veröffentlichungen die Rohdaten von entscheidenden Aufnahmen der Öffentlichkeit zur Verfügung zu stellen. Die Färbemethode ist ein weiterer Punkt, durch den Artefakte bei der Abbildung von Molekülen mittels SMLM entstehen können. Häufig werden Antikörper zum Markieren verwendet. Dabei sollte darauf geachtet werden, dass möglichst kleine Antikörper oder Antikörperfragmente verwendet werden, besonders wenn Clusteranalysen durchgeführt werden sollen. Anderenfalls leidet die Auflösung darunter, bzw. erhöht sich die Gefahr der Kreuzvernetzung von Molekülen. Im zweiten Teil der vorliegenden Arbeit, wurden Plasmamembran-Ceramide untersucht. Ceramide gehören zu den Sphingolipiden und regulieren diverse zelluläre Prozesse. Verschiedene Stimuli bewirken eine Aktivierung von Sphingomyelinasen (SMasen), die Ceramide in der Plasmamembran synthetisieren. Steigt die Konzentration von Ceramiden in der Plasmamembran an, kondensieren diese zu Ceramid-reichen Plattformen (CRPs). Bisher ist noch wenig über die Verteilung der Ceramide und die Größe der CRPs bekannt. Sie wurden hier über IgG-Antikörper in der Plasmamembran von Jurkat-, U2OS-, HBME- und primären T-Zellen angefärbt und erstmals mit dSTORM hochaufgelöst, um sie dann zu quantifizieren. Unabhängig von der Zelllinie befanden sich 50% aller Ceramidmoleküle in ~ 75 nm großen CRPs. Im Mittel bestanden die CRPs aus ~ 20 Ceramiden. Mit Hilfe einer Titrationsreihe konnte ausgeschlossen werden, dass diese Cluster nur durch die Antikörper-Färbung artifiziell erzeugt wurden. Bei Inkubation der Zellen mit Bacillus cereus Sphingomyelinase (bSMase) stieg die Gesamtkonzentration der Ceramide in der Plasmamembran an, ebenso wie die Ceramidanzahl innerhalb der CRPs, außerdem die Anzahl und Größe der CRPs. Dies könnte zu einer Veränderung der Löslichkeit von Membrankomponenten führen, was wiederum eine Akkumulation bestimmter Rezeptoren oder eine Kompartimentierung bestimmter Proteine erleichtern könnte. Die Anhäufung der Ceramide in den CRPs könnte ebenfalls die lokale Interaktion mit anderen Membranmolekülen erleichtern und dadurch möglicherweise die Reaktivität von Rezeptoren verändern. Mittels Azid-modifizierten Ceramidanaloga und kupferfreier Click-Chemie wurden Plasmamembran-Ceramide auch in lebenden Jurkat-Zellen mit Hilfe konfokaler Laser-Raster-Mikroskopie (CLSM, engl. confocal laser scanning microscopy) und Strukturierter Beleuchtungsmikroskopie (SIM, engl. structured illumination microscopy) untersucht. Dabei konnte gezeigt werden, dass die Fettsäure-Kettenlänge und die Position des Azids bei den Ceramidanaloga eine entscheidende Rolle spielt, wie hoch das detektierte Signal in der Plasmamembran letztendlich ist. Die Versuche machen auch deutlich, dass die klickbaren Ceramidanaloga lebendzellkompatibel sind, sodass sie eine hervorragende Möglichkeit darstellen, zelluläre Reaktionen zu verfolgen. Es wurden hier nicht nur Ceramide in eukaryotischen Zellen analysiert, sondern auch in Bakterien. Neisseria meningitidis (N. meningitidis) sind gramnegative Bakterien, die im Menschen eine Sepsis oder eine Meningitis auslösen können. Es wurde mittels immunhistochemischen Färbungen mit dem anti-Ceramid IgG-Antikörper, aber auch mit den klickbaren Ceramidanaloga, ein Signal in der Membran erhalten, was mit dSTORM hochaufgelöst wurde. In anderen Bakterien wurden ebenfalls schon Sphingolipide nachgewiesen. Studien zu Ceramiden in N. meningitidis wurden bisher jedoch noch nicht veröffentlicht. Im Rahmen dieser Arbeit konnten erstmals Ergebnisse erhalten werden, die darauf hinweisen, dass N. meningitidis ebenfalls Ceramide besitzen könnten. In einem dritten Projekt wurde die Interaktion zwischen NK-Zellen und Aspergillus fumigatus untersucht. Der Schimmelpilz kann eine Invasive Aspergillose in immunsupprimierten Menschen auslösen, was zum Tod führen kann. Verschiedene Studien konnten schon zeigen, dass NK-Zellen eine wichtige Rolle bei der Bekämpfung des Pilzes spielen. Der genaue Mechanismus ist jedoch noch unbekannt. Im Rahmen dieser Arbeit konnte nachgewiesen werden, dass der NK-Zell-Marker CD56 entscheidend für die Pilzerkennung ist. Mit immunhistochemischen Färbungen und LSM-, aber auch dSTORM-Messungen, konnte gezeigt werden, dass die normalerweise homogen verteilten CD56-Rezeptoren auf der Plasmamembran von NK-Zellen aktiv an die Interaktionsstelle zu A. fumigatus transportiert werden. Mit der Zeit akkumulieren hier immer mehr CD56-Proteine, während das Signal in der restlichen Membran immer weiter abnimmt. Es konnte erstmals CD56 als wichtiger Erkennungsrezeptor für A. fumigatus identifiziert werden. In dem letzten bearbeiteten Projekt, wurde die Bindung von Anti-N-Methyl-D-Aspartat (NMDA)-Rezeptor Enzephalitis Autoantikörper an Neuronen untersucht. Bei einer Anti-NMDA-Rezeptor Enzephalitis bilden die Patienten Autoantikörper gegen die NR1-Untereinheit ihrer eigenen postsynaptischen NMDA-Rezeptoren. Da die Krankheit oft sehr spät erkannt wird und die Behandlungsmöglichkeiten noch sehr eingeschränkt sind, führt sie noch oft zum Tod. Sie wurde erst vor wenigen Jahren beschrieben, sodass der genaue Mechanismus noch unbekannt ist. Im Rahmen dieser Arbeit, konnten erste Färbungen mit aufgereinigten Antikörper aus Anti-NMDA-Rezeptor Enzephalitis Patienten an NMDA-Rezeptor-transfizierte HEK-Zellen und hippocampalen Maus-Neuronen durchgeführt und mit dSTORM hochaufgelöst werden. Mit den Messungen der HEK-Zellen konnte bestätigt werden, dass die Autoantikörper an die NR1-Untereinheit der Rezeptoren binden. Es konnten erstmals auch die Bindung der Antikörper an Neuronen hochaufgelöst werden. Dabei wurde sichtbar, dass die Antikörper zum einen dicht gepackt in den Synapsen vorliegen, aber auch dünner verteilt in den extrasynaptischen Regionen. Basierend auf der Ripley’s H-Funktion konnten in den Synapsen große Cluster von ~ 90 nm Durchmesser und im Mittel ~ 500 Lokalisationen und extrasynaptisch kleinere Cluster mit einem durchschnittlichen Durchmesser von ~ 70 nm und ~ 100 Lokalisationen ausgemacht werden. Diese ersten Ergebnisse legen den Grundstein für weitere Messungen, mit denen der Mechanismus der Krankheit untersucht werden kann. N2 - With single molecule localization microscopy (SMLM) quantification of molecules and the analysis of their distribution becomes possible. In this work various plasma membrane molecules of different eukaryotic and prokaryotic cells were imaged with dSTORM (direct stochastic optical reconstruction microscopy) or PALM (photoactivated localization microscopy) and quantified. To use these super-resolution fluorescence microscopy techniques and answer elaborate biological questions, potential sources of artifacts were identified and strategies to circumvent them developed. A possible source of artifacts is an insufficient number of photons emitted by fluorophores. If less photons are detected, determining the localization of one fluorophore is less precise. This can cause a wrong reconstruction of structures or might lead to false conclusions about the distribution of molecules. One possibility to increase the number of photons is to use chemical additives which quench the triplet state of fluorophores. They ensure that the fluorophores relax into the ground state allowing them to become excited again. Different additives, described in literature as triplet quenchers, were tested. The effects of these additives on the triplet state of different fluorophores (Alexa Fluor (Al) 488, 532 und 647 und Atto655) were analyzed with fluorescence correlation spectroscopy (FCS). Cyclooctatetraene (COT) resulted in a decrease of triplet state yield of Al488, Al532 and Al647 by ~ 40-60%, yet the triplet state of Atto655 was unaffected. FCS measurements indicated that COT results in an increased number of emitted photons, but dSTORM measurements could not confirm this finding. Here, COT only revealed a positive effect on the intensity of Al647 (increase by ~ 60%). An explanation for this inconsistency with the FCS results might be the presence of the switching buffer in dSTORM measurements. The buffer is designed to cause a transition of the fluorophores to and stabilize the off-state by removing oxygen from the sample, counteracting the effect of COT. On addition of 5 mM potassium iodide (KI) only Al488 fluorophores showed a decreased triplet state rate (~ 80%) in FCS measurements. This finding was confirmed by dSTORM measurements with low concentrations (~ 0.5 mM) of KI which resulted in a slight intensity increase (~ 10%) of Al488. Higher KI concentration (5 mM) on the other hand showed a reversed effect, resulting in a drop in intensity by ~ 40%. Deuterium oxide (D2O) isn’t a triplet quencher but should minimize non-radiative processes. DSTORM measurements with Atto665 and Al647 revealed, that D2O does not affect the total number of emitted photons per fluorophore. Instead, D2O increased the amount of emitted photons per time. In a nutshell, these results show that dSTORM measurements with Al647 can be improved using COT, and measurements with Al488 by using very low concentrations of KI. If needed, D2O can speed up dSTORM acquisition time considerably, e.g. for life cell measurements. In addition to an insufficient number of collected photons, inappropriate photoswitching rates can induce artifacts in dSTORM measurements as well. This was shown using various biological reference structures. Especially the imaging of plasma membranes is prone to generate artifacts. Plasma membranes exhibit a lot of intrinsically three-dimensional structures with high local emitter densities. In these regions of higher fluorophore densities the likelihood of two close fluorophores emitting at the same time is increased. This in turn can result in large artificial clusters due to misinterpretation by the reconstruction software. Taken together, the performed experiments show how important it is to prove dSTORM images and minimize possibility image artifacts. Thus, raw data movies need to be examined carefully and, if necessary, measurements must be repeated with adapted imaging conditions. Since dSTORM is increasingly used for quantification and cluster analysis it is recommended to publish raw data in the Supporting information of the manuscript. Another source of artifacts when imaging molecules with SMLM is the staining procedure. Usually antibodies are used to label biological structures for dSTORM. In the interest of resolution, small antibodies or just fragments of antibodies should be used, especially if cluster analysis is performed. Otherwise reduced resolution or an increase in cross-linking of molecules might occur. In the second part of this study plasma membrane ceramides were investigated. Sphingolipid ceramides regulate various cellular processes. Different stimuli initiate activation of sphingomyelinases (SMase) which synthesize ceramides at the plasma membrane. A rise in ceramide concentration leads to a condensation of them in ceramide-rich platforms (CRPs). So far, only little is known about the distribution and the size of CRPs. Here, plasma membrane ceramides of Jurkat-, U2OS-, HBME- and primary T-cells were stained with an IgG-antibody, imaged using dSTORM and their distribution quantitatively analyzed. Independent of the analyzed cell line, ~ 50% of all ceramides detected in the plasma membrane formed CRPs with a size of ~ 75 nm. On average one CRP consisted of ~ 20 ceramide molecules. Using a titration series the possibility of artificial cluster generation due to antibody staining was ruled out. Treatment of cells with Bacillus cereus sphingomyelinase (bSMase) increased the overall ceramide concentration in the plasma membrane, the number of ceramides in the CRPs as well as the quantity and the size of CRPs. This might result in a higher solubility of membrane components in CRPs which in turn could facilitate accumulation or compartmentation of certain proteins. Accumulation of ceramides in the CRPs could also enable local interaction with other molecules and possibly change the reactivity of some receptors. To investigate plasma membrane ceramides in living cells azido-modified ceramides and copper-free click chemistry were used for labeling. Imaging was performed using confocal laser-scanning microscopy (LSM) and structured illumination microscopy. It was shown that the length of fatty acid chains and the position of the azido group of ceramide analogues play a decisive role in the magnitude of the detected signal in the plasma membrane. These results demonstrate that azido-functionalized ceramides are live-cell compatible, making them an excellent tool to follow cellular reactions. In this study, ceramides were not only analyzed in eukaryotic cells but in bacteria as well. Neisseria meningitidis (N. meningitidis) are gram-negative bacteria triggering sepsis or meningitis in humans. Using both immunolabeling with anti-ceramide IgG-antibodies and azido-modified ceramides, ceramides were detected for the first time in the membrane of N. meningitidis by dSTORM. Although sphingolipids were reported to exist in various bacterial membranes, studies about ceramides in N. meningitidis have not yet been published. The results obtained here suggest the presence of ceramides in N. meningitidis. The third part of this thesis addresses the interaction between NK cells and Aspergillus fumigatus. The mold can cause invasive aspergillosis in immunocompromised patients which can lead to death. Various studies have already shown that NK cells play a crucial role in the clearance of the fungal infection. Still, the exact mechanism remains unknown. As part of this work the NK cell marker CD56 was identified as a decisive receptor in recognition of the mold. Using LSM and dSTORM measurements in combination with immunocytochemical staining an active transport of the usually homogenous distributed CD56 receptors to the interaction site of NK cells and fungus was detected. Over time CD56 proteins accumulate at these interaction sites while the signal in the rest of the membrane continuously decreases. For the first time this study was able to identify CD56 as an important recognition receptor for A. fumigatus. In the last project binding of anti-N-Methyl-D-aspartate (NMDA) receptor encephalitis autoantibodies were investigated in neurons. Patients with this form of encephalitis generate autoantibodies against the NR1 subunit of their own postsynaptic NMDA receptors. Since NMDA receptor encephalitis is often diagnosed too late and treatment options are limited the disease often proves to be fatal. Anti-NMDA receptor encephalitis was described quite recently, explaining why the exact mechanism remains still unknown. For this study purified antibodies from anti-NMDA receptor encephalitis patients were used to stain NMDA receptor transfected HEK cells and hippocampal mouse neurons. These samples were subsequently imaged with dSTORM and analyzed. Measurements on HEK cells confirmed that the autoantibodies bind to the NR1 subunit. Using dSTORM, the binding sites of these antibodies at the neurons were imaged for the first time with super-resolution microscopy. The receptors are densely localized in synapses and more equally distributed at lower density in extrasynaptic regions. Based on Ripley’s H function synaptic clusters with a diameter of ~ 90 nm and ~ 500 localizations were determined while the extrasynaptic smaller clusters have a median diameter of ~ 70 nm and ~ 100 localizations per cluster. These first results form the basis for further investigations on the mechanism of anti-NMDA receptor encephalitis. KW - Ceramide KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Aspergillus fumigatus KW - NMDA KW - Neisseria meningitidis KW - Lokalisationsmikroskopie KW - dSTORM KW - Plasmamembran Y1 - 2018 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-145725 ER - TY - THES A1 - Letschert, Sebastian T1 - Quantitative Analysis of Membrane Components using Super-Resolution Microscopy T1 - Quantitative Analyse von Membrankomponenten mittels hochauflösender Fluoreszenzmikroskopie N2 - The plasma membrane is one of the most thoroughly studied and at the same time most complex, diverse, and least understood cellular structures. Its function is determined by the molecular composition as well as the spatial arrangement of its components. Even after decades of extensive membrane research and the proposal of dozens of models and theories, the structural organization of plasma membranes remains largely unknown. Modern imaging tools such as super-resolution fluorescence microscopy are one of the most efficient techniques in life sciences and are widely used to study the spatial arrangement and quantitative behavior of biomolecules in fixed and living cells. In this work, direct stochastic optical reconstruction microscopy (dSTORM) was used to investigate the structural distribution of mem-brane components with virtually molecular resolution. Key issues are different preparation and staining strategies for membrane imaging as well as localization-based quantitative analyses of membrane molecules. An essential precondition for the spatial and quantitative analysis of membrane components is the prevention of photoswitching artifacts in reconstructed localization microscopy images. Therefore, the impact of irradiation intensity, label density and photoswitching behavior on the distribution of plasma membrane and mitochondrial membrane proteins in dSTORM images was investigated. It is demonstrated that the combination of densely labeled plasma membranes and inappropriate photoswitching rates induces artificial membrane clusters. Moreover, inhomogeneous localization distributions induced by projections of three-dimensional membrane structures such as microvilli and vesicles are prone to generate artifacts in images of biological membranes. Alternative imaging techniques and ways to prevent artifacts in single-molecule localization microscopy are presented and extensively discussed. Another central topic addresses the spatial organization of glycosylated components covering the cell membrane. It is shown that a bioorthogonal chemical reporter system consisting of modified monosaccharide precursors and organic fluorophores can be used for specific labeling of membrane-associated glycoproteins and –lipids. The distribution of glycans was visualized by dSTORM showing a homogeneous molecule distribution on different mammalian cell lines without the presence of clusters. An absolute number of around five million glycans per cell was estimated and the results show that the combination of metabolic labeling, click chemistry, and single-molecule localization microscopy can be efficiently used to study cell surface glycoconjugates. In a third project, dSTORM was performed to investigate low-expressing receptors on cancer cells which can act as targets in personalized immunotherapy. Primary multiple myeloma cells derived from the bone marrow of several patients were analyzed for CD19 expression as potential target for chimeric antigen receptor (CAR)-modified T cells. Depending on the patient, 60–1,600 CD19 molecules per cell were quantified and functional in vitro tests demonstrate that the threshold for CD19 CAR T recognition is below 100 CD19 molecules per target cell. Results are compared with flow cytometry data, and the important roles of efficient labeling and appropriate control experiments are discussed. N2 - Die Plasmamembran gehört zu den am meisten untersuchten, gleichzeitig aber auch zu den komplexesten, vielfältigsten und am wenigsten verstandenen biologischen Strukturen. Ihre Funktion wird nicht nur durch die molekulare Zusammensetzung bestimmt, sondern auch durch die räumliche Anordnung ihrer Bestandteile. Selbst nach Jahrzehnten intensiver Forschung und der Veröffentlichung dutzender Membranmodelle und Theorien bleibt die genaue strukturelle Organisation der Plasmamembran ein Rätsel. Moderne Bildgebungsverfahren wie etwa die hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie gehören mittlerweile zu den effizientesten Techniken der Lebenswissenschaften und werden immer öfter verwendet, um die räumliche Anordnung als auch die Anzahl von Biomolekülen in fixierten und lebenden Zellen zu studieren. Im Rahmen dieser Arbeit wurde die hochauflösende Mikroskopie-Methode dSTORM (direct stochastic optical reconstruction microscopy) angewendet, um die räumliche Verteilung von Membranmolekülen mit annähernd molekularer Auflösung zu untersuchen. Schwerpunkte dieser Arbeit sind dabei verschiedene Präparations- und Färbemethoden für die mikroskopische Untersuchung von Zellmembranen sowie lokalisationsbasierte quantitative Analysemethoden von Membranmolekülen. Eine Voraussetzung für die räumliche als auch quantitative Analyse von Membranmolekülen ist die Vermeidung von Photoschalt-Artefakten in rekonstruierten Lokalisationsmikroskopie-Bildern. Um dies genauer zu demonstrieren, wurden die Auswirkungen von Anregungsintensität, Markierungsdichte und verändertem Photoschalten auf die räumliche Verteilung von Proteinen der Plasma- und Mitochondrienmembran in dSTORM-Bildern analysiert. Es wird gezeigt, dass eine dicht markierte Plasmamembran in Kombination mit ungeeigneten Photoschaltraten zu artifiziellen Clustern in der Membran führt. Es sind vor Allem oft die Projektionen dreidimensionaler Membranstrukturen wie etwa Mikrovilli und Vesikel dafür verantwortlich, dass lokale Unterschiede in der Lokalisationsdichte entstehen, wodurch unter Umständen Bildartefakte generiert werden können. Darüber hinaus werden alternative Mikroskopie-Methoden und Möglichkeiten, Artefakte in Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie-Bildern zu verhindern, präsentiert und ausführlich diskutiert. Ein weiteres zentrales Thema dieser Arbeit ist die räumliche Anordnung von glykosylierten Membranmolekülen. Es wird demonstriert, wie ein bioorthogonales chemisches Reportersystem bestehend aus modifizierten Monosacchariden und organischen Fluorophoren für die spezifische Markierung von Membran-assoziierten Glykoproteinen und –lipiden eingesetzt werden kann. Mittels dSTORM wird gezeigt, dass die Verteilung von Glykanen in der Plasmamembran unterschiedlicher Zelllinien homogen und frei von Clustern ist. Des Weiteren zeigt eine quantitative Analyse, dass sich in etwa fünf Millionen Glykane auf einer einzigen Zelle befinden. Die Ergebnisse demonstrieren, dass die Kombination aus metabolisch markierten Zielmolekülen, Click-Chemie und Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie effizient genutzt werden kann, um Glykokonjugate auf Zelloberflächen zu untersuchen. In einem dritten Projekt wurde dSTORM zur Untersuchung von Rezeptormolekülen auf Krebszellen verwendet. Die Expression dieser Oberflächenproteine ist so gering, dass sich nur wenige Moleküle auf einer Zelle befinden, die jedoch als Zielmoleküle in der personalisierten Immuntherapie dienen könnten. Dafür wurden primäre Tumorzellen aus dem Knochenmark von Patienten, die am Multiplen Myelom erkrankt sind, auf die Expression des CD19-Oberflächenproteins als potentielles Ziel für CAR-modifizierte T-Zellen (chimeric antigen receptor) untersucht. Es wird gezeigt, dass sich, abhängig vom untersuchten Patienten, auf einer Zelle 60 bis 1600 CD19-Moleküle befinden. Funktionale in-vitro-Experimente demonstrieren, dass weniger als 100 CD19 Moleküle ausreichen, um CD19-CAR-T-Zellen zu aktivieren. Diese Ergebnisse werden mit Durchflusszytometrie-Daten verglichen und die wichtige Rolle von Lebendzellfärbung und geeigneten Kontrollexperimenten wird diskutiert. KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Quantifizierung KW - Polysaccharide KW - Immuntherapie KW - Antigen CD19 KW - super-resolution fluorescence microscopy KW - dSTORM KW - click chemistry KW - plasma membrane organization KW - localization microscopy KW - artifacts KW - Hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie KW - Plasmamembranorganisation KW - Click Chemie KW - Glykane Y1 - 2019 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-162139 ER - TY - THES A1 - Lehmann, Julian T1 - Hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie beleuchtet den Oligomerisierungsstatus pflanzlicher Membranproteine T1 - Super-resolution microscopy elucidates the stoichiometry of plant membrane proteins N2 - SLAC/SLAH Anionenkanäle, die zur Familie der langsamen Anionenkanäle gehören, repräsentieren Schlüsselproteine in der pflanzlichen Stressantwort. Neben ihrer Aufgabe in Stresssituationen, ist eine Untergruppe der Kanäle für die Beladung der Leitgefäße mit Nitrat und Chlorid in der Stele der Pflanzenwurzeln verantwortlich. Biophysikalische und pflanzenphysiologische Studien stellten heraus, dass vor Allem der Anionenkanal SLAH3 für die Beladung der Xylem Leitgefäße mit Nitrat und Chlorid verantwortlich ist. Ihm zur Seite gestellt werden noch die elektrisch inaktiven Homologe SLAH1 und SLAH4 in der Wurzel exprimiert. Sie steuern die Aktivität von SLAH3 durch die Assemblierung zu SLAH1/SLAH3 oder SLAH3/SLAH4 Heteromeren. Neben der Kontrolle durch Heteromerisierungsereignisse, werden SLAH3 Homomere sehr spezifisch und schnell durch zytosolische Ansäuerung aktiviert. Obwohl bereits die Kristallstruktur des bakteriellen Homologs HiTehA zu pflanzlichen SLAC/SLAH Anionenkanälen bekannt ist, welche HiTehA als Trimer charakterisiert, sind die Stöchiometrie und der Polymerisierungsgrad der pflanzlichen SLAC/SLAHs bisher noch unbekannt. Die Fluoreszenzmikroskopie umfasst viele etablierte Anwendungsmethoden, wie die konfokale Laserrastermikroskopie (CLSM), Techniken mit verbesserter Auflösung, wie die Mikroskopie mit strukturierter Beleuchtung (SIM) und hochauflösende Methoden, welche durch die Lokalisationsmikroskopie (z.B. dSTORM und PALM) oder die Expansionsmikroskopie (ExM) vertreten werden. Diese unterschiedlichen Mikroskopie-methoden ermöglichen neue Einblicke in die Organisation von Proteinen in biologischen Systemen, die bis auf die molekulare Ebene hinunterreichen. Insbesondere im Bereich der hochauflösenden Fluoreszenzmikroskopie sind im Gegensatz zu tierischen Frage-stellungen bisher jedoch nur wenige Untersuchungen in pflanzlichen Geweben durchgeführt worden. Die Lokalisationsmikroskopie ermöglicht die Quantifizierung einzelner Moleküle in nativen Systemen und lässt überdies Rückschlüsse auf den Polymerisierungsgrad von Proteinen zu. Da Poly- und Heteromerisierung von Proteinen oftmals mit der Funktionalität eines entsprechenden Proteins einhergeht, wie es bei den SLAC/SLAH Anionenkanälen der Fall ist, wurden in dieser Arbeit PALM Messungen zur Untersuchung des Polymerisierungsgrades und Interaktionsmuster der Anionenkanäle angewendet. Ferner wurden Expressionsmuster der SLAC/SLAHs untersucht und zudem Mikroskopieanwendungen im Pflanzengewebe etabliert und verbessert. In Bezug auf die Mikroskopieanwendungen konnten wir in Arabidopsis thaliana (At) Wurzeln die polare Verteilung von PIN Proteinen mittels SIM bestätigen und die gruppierte Verteilung in der Plasmamembran am Zellpol auflösen. In Wurzel-querschnitten war es möglich, Zellwände zu vermessen, den Aufbau der Pflanzenwurzel mit den verschiedenen Zelltypen zu rekonstruieren und diesen in Zusammenhang mit Zellwanddicken zu bringen. Anhand dieser Aufnahmen ließ sich die Auflösungsgrenze eines SIM-Mikroskops bestimmen, weshalb diese Probe als Modellstruktur für Auflösungsanalysen, zur Kontrolle für die korrekte Bildverarbeitung bei hochauflösender Bildgebung und andere Fragestellungen empfohlen werden kann. Für die Expansionsmikroskopie in pflanzlichen Proben konnten ein enzym- und ein denaturierungsbasiertes Präparationsprotokoll etabliert werden. Dabei wurden ganze At Setzlinge, Wurzelabschnitte und Blattstücke gefärbt, expandiert und mit zwei bis drei Mal verbesserter Auflösung bildlich dargestellt. In diesem Zusammenhang waren Aufnahmen ganzer Wurzel- und Blattproben mit beeindruckender Eindringtiefe und extrem geringem Hintergrundsignal möglich. Zudem wurden die Daten kritisch betrachtet, Probleme aufgezeigt, gewebespezifische Veränderungen dargestellt und limitierende Faktoren für die ExM in Pflanzenproben thematisiert. Im Fokus dieser Arbeit stand die Untersuchung der SLAC/SLAH Proteine. SLAH2 wird in den Wurzeln vornehmlich in Endodermis- und Perizykelzellen exprimiert, was anhand verschiedener At SLAH2 YFP Mutanten untersucht werden konnte. Dies unterstützt die Annahme, dass SLAH2 bei der Beladung der Leitgefäße mit Nitrat maßgeblich beteiligt ist. Es ist denkbar, dass SLAH2 ebenfalls eine wachstumsbeeinflussende Funktion über die Regulation von Nitratkonzentrationen zugeschrieben werden kann. Darauf deuten vor allem die verstärkte Expression von SLAH2 im Bereich der Seitenwurzeln und die heterogene Expression in der Elongations-, Differenzierungs- und meristematischen Zone hin. Die Membranständigkeit von SLAH4 konnte nachgewiesen werden und FRET FLIM Untersuchungen zeigten eine hohe Affinität von SLAH4 zu SLAH3, was die beiden Homologe als Interaktionspartner identifiziert. Für die Bestimmung des Oligomerisierungsgrades mittels PALM wurden die pflanzlichen Anionenkanäle in tierischen COS7-Zellen exprimiert. Die elektrophysiologische Funktionalität der mEOS2-SLAC/SLAH-Konstrukte wurde mit Hilfe von Patch-Clamp-Versuchen in COS7-Zellen überprüft. Um Expressionslevel, Membranständigkeit und die Verteilung über die Membran der SLAC/SLAHs zu verifizieren, wurden dSTORM-Aufnahmen herangezogen Schließlich ermöglichten PALM-Aufnahmen die Bestimmung des Polymerisierungs-grades der SLAC/SLAH Anionenkanäle, die stöchiometrischen Veränderungen bei Heteromerisierung von SLAH3 mit SLAH1 oder SLAH4 und auch der Einfluss einer zytosolischer Ansäuerung auf den Polymerisierungsgrad von SLAH3 Homomeren. Zudem weisen die Oligomerisierungsanalysen von SLAH3 Mutanten darauf hin, dass die Aminosäuren Histidin His330 und His454 entscheidend an der pH sensitiven Regulierung von SLAH3 beteiligt sind. Durch die erhobenen Daten konnten also entscheidende, neue Erkenntnisse über die Regulationsmechanismen von pflanzlichen Anionenkanälen auf molekularer Ebene gewonnen werden: Unter Standardbedingungen liegen SLAC1, SLAH2 und SLAH3 hauptsächlich als Dimer vor. Auf eine zytosolische Ansäuerung reagiert ausschließlich SLAH3 mit einer signifikanten stöchiometrischen Veränderung und liegt im aktiven Zustand vor Allem als Monomer vor. Der Oligomerisierungsgrad von SLAC1 und SLAH2 bleibt hingegen bei einer zytosolischen Ansäuerung unverändert. Ferner kommt es bei der Interaktion von SLAH3 mit SLAH1 oder SLAH4 zur Formierung eines Heterodimers, welches unbeeinflusst durch den zytosolischen pH bleibt. Im Gegensatz dazu bleiben die elektrisch inaktiven Untereinheiten SLAH1 und SLAH4 monomerisch und assemblieren ganz spezifisch nur mit SLAH3. Die hochauflösende Fluoreszenz-mikroskopie, insbesondere PALM erlaubt es also Heteromerisierungsereignisse und Änderungen im Poylmerisierungsgrad von Membranproteinen wie den SLAC/SLAHs auf molekularer Ebene zu untersuchen und lässt so Rückschlüsse auf physiologische Ereignisse zu. N2 - Anion channels of the slow anion channel family (SLAC/SLAH) are general master switches of plant stress responses. In addition a subgroup of channels load the vascular tissue in roots with nitrate and chloride. The activity of the main nitrate and chloride loading anion channel, SLAH3, is controlled by heteromerization with the electro-physiologically silent subunits SLAH1 and SLAH4 or alternatively by cytosolic acidification. Although the crystal structure of a bacterial homologue (HiTehA) of plant SLAC/SLAH anion channels is already known and suggests a trimeric structure, the stoichiometry and the multimerization level of the plant anion channel counterparts are still undiscovered. Fluorescence microscopy encompasses numerous well-established application methods like confocal laser scanning microscopy (CLSM), high resolution techniques like structured illumination microscopy (SIM) and super resolution microscopy represented by single molecule localization microscopy (e.g. dSTORM and PALM) or recently upcoming methods like expansion microscopy (ExM). These different application methods open new fields of insight into the biological organization of proteins, even down to the molecular level. In comparison to faunal studies, very little floral enquiries have been conducted, especially in the super resolution-sector. Single-molecule localization microscopy enables individual molecules to be quantified in the native environment and therefore allows conclusions regarding protein stoichiometry. As protein stoichiometry often involves cellular function of the corresponding protein, we used PALM applications and single molecule counting strategies to analyze the stoichiometric distribution of anion channel complexes. Moreover, in this study, expression patterns of the SLAC/SLAH proteins were investigated and different microscopic applications on plant specific issues could be improved and established. Referring to microscopic applications, we confirmed the polar orientation of PIN proteins via SIM and succeeded in resolving the clustered distribution in the plasma membrane at the cellular pole. Besides we were also able to measure cellwall dimensions of root cross sections from Arabidopsis thaliana seedlings and therefore succeeded in concluding the root architecture, designating the various cell types within the root, comparing them with cellwall thickness and evaluating resolution limits of the SIM microscope. Due to these reasons, this specimen can be recommended as a model structure for resolution analyses, control measurements regarding tissue-intactness after image processing for super-resolution images, or further questions. We turned out to establish two different protocols for ExM-studies in plants. One is based on enzymatic digestion and the other one on denaturation. We were able to label, expand and image whole At-seedlings, root- and leaf segments and thereby improved the resolution 2 3 fold. In this regard we managed to comprehensively depict the intact structure of leaves and roots with impressive penetration depth and extremely low background. We also examined our data and identified tissue-specific changes, discuss problems and possible limits of ExM in plants. The major part of this work was the investigation of SLAC/SLAH proteins. The expression of SLAH2 in roots is mainly located in endodermal and pericycle cells which was observed in various At-SLAH2-YFP mutants. Thus, strengthening the hypothesis, that SLAH2 has a major role in loading the vascular tissue with nitrate. The heterogeneous expression levels of SLAH2 in the meristematic-, elongation- and differentiation zone and moreover the upregulation in areas of lateral root formation also suggests that SLAH2 has an effect on plant growth by regulating nitrate levels. SLAH4 is located in the plasma membrane and FRET FLIM measurements showed a high affinity to SLAH3, validating the two homologues as interaction partners. For PALM-stoichiometry analyses, the plant anion channels were expressed in mammalian COS7-cells, in order to avoid endogenous falsification of the stoichiometries, as well as impractical reasons of PALM imaging in plant tissue. Hence, checking the electrophysiological functionality of mEOS2-SLAC/SLAH constructs via patch-clamp measurements. dSTORM-measurements were used to verify expression levels, correct membrane-association and the distribution of the SLAC/SLAHs in COS7 cells. We determined the multimerization level of SLAC/SLAHs upon cytosolic acidification and monitor stoichiometric changes upon heteromerization of SLAH3 with SLAH1 and SLAH4. On the basis of our data the following valuable new insights into the regulation mechanisms of plant anion channels were revealed: under control conditions, SLAC1, SLAH2 and SLAH3 are mainly depicted as dimers. Upon cytosolic acidification with NaOAc the stoichiometries of SLAC1 and SLAH2 remained unchanged, whereas the amount of dimeric SLAH3 is significantly reduced and shifts to a mainly monomeric distribution. It could also be assessed that SLAH3 interacts with SLAH1 or SLAH4, thereby forming a heterodimer, which is barely separable by acidification. In contrast, for SLAH1 and SLAH4 no affinity was observed. Moreover, the stoichiometries of different SLAH3-mutants indicated a crucial role of the amino acids histidin His330 and His454 in the pH-sensitive regulation of SLAH3. Hence, super-resolution micrsocopy, especially PALM allows the quantification of polymerization- and heteromerization-levels of proteins like the SLAC/SLAH anion-channels on the molecular level and therefore enabling physiological conclusions. KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Membranproteine KW - Oligomerisation KW - Superresolution microscopy KW - SLAC/SLAH KW - PALM stoichiometry Y1 - 2020 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-211762 ER - TY - THES A1 - Eiring, Patrick T1 - Super-resolution microscopy of plasma membrane receptors T1 - Hochauflösende Mikroskopie von Plasmamembran Rezeptoren N2 - Plasma membrane receptors are the most crucial and most commonly studied components of cells, since they not only ensure communication between the extracellular space and cells, but are also responsible for the regulation of cell cycle and cell division. The composition of the surface receptors, the so-called "Receptome", differs and is characteristic for certain cell types. Due to their significance, receptors have been important target structures for diagnostic and therapy in cancer medicine and often show aberrant expression patterns in various cancers compared to healthy cells. However, these aberrations can also be exploited and targeted by different medical approaches, as in the case of personalized immunotherapy. In addition, advances in modern fluorescence microscopy by so-called single molecule techniques allow for unprecedented sensitive visualization and quantification of molecules with an attainable spatial resolution of 10-20 nm, allowing for the detection of both stoichiometric and expression density differences. In this work, the single molecule sensitive method dSTORM was applied to quantify the receptor composition of various cell lines as well as in primary samples obtained from patients with hematologic malignancies. The focus of this work lies on artefact free quantification, stoichiometric analyses of oligomerization states and co localization analyses of membrane receptors. Basic requirements for the quantification of receptors are dyes with good photoswitching properties and labels that specifically mark the target structure without generating background through non-specific binding. To ensure this, antibodies with a predefined DOL (degree of labeling) were used, which are also standard in flow cytometry. First background reduction protocols were established on cell lines prior analyses in primary patient samples. Quantitative analyses showed clear expression differences between the cell lines and the patient cells, but also between individual patients. An important component of this work is the ability to detect the oligomerization states of receptors, which enables a more accurate quantification of membrane receptor densities compared to standard flow cytometry. It also provides information about the activation of a certain receptor, for example of FLT3, a tyrosine kinase, dimerizing upon activation. For this purpose, different well-known monomers and dimers were compared to distinguish the typical localization statistics of single bound antibodies from two or more antibodies that are in proximity. Further experiments as well as co localization analyses proved that antibodies can bind to closely adjacent epitopes despite their size. These analytical methods were subsequently applied for quantification and visualization of receptors in two clinically relevant examples. Firstly, various therapeutically relevant receptors such as CD38, BCMA and SLAMF7 for multiple myeloma, a malignant disease of plasma cells, were analyzed and quantified on patient cells. Furthermore, the influence of TP53 and KRAS mutations on receptor expression levels was investigated using the multiple myeloma cell lines OPM2 and AMO1, showing clear differences in certain receptor quantities. Secondly, FLT3 which is a therapeutic target receptor for acute myeloid leukemia, was quantified and stoichiometrically analyzed on both cell lines and patient cells. In addition, cells that have developed resistance against midostaurin were compared with cells that still respond to this type I tyrosine-kinase-inhibitor for their FLT3 receptor expression and oligomerization state. N2 - Plasmamembranrezeptoren sind die wohl wichtigsten und meist untersuchten Komponenten einer Zelle, da sie nicht nur die Kommunikation zwischen dem extrazellulären Bereich und den Zellen gewährleisten, sondern auch für die Regulierung des Zellzyklus und der Zellteilung zuständig sind. Dabei unterscheidet sich die Zusammensetzung der Oberflächenrezeptoren, das sogenannte „Rezeptom“, und ist charakteristisch für bestimme Zelltypen. Aufgrund ihrer Bedeutsamkeit sind Rezeptoren wichtige Zielstrukturen für Diagnose und Therapie in der Krebsmedizin, welche häufig bei verschiedensten Krebserkrankungen im Vergleich zu gesunden Zellen aberrante Expressionsmuster aufweisen. Diese Abweichungen können sich allerdings auch zu Nutze gemacht werden und zum Ziel verschiedener medizinischer Behandlungsmethoden, wie es bei der personalisierten Immuntherapie der Fall ist, werden. Zusätzlich hat der Fortschritt in der modernen Fluoreszenzmikroskopie durch sogenannte Einzelmolekültechniken, es auch erlaubt, eine noch nie dagewesene empfindliche Visualisierung und Quantifizierung von Molekülen mit einer räumlichen Auflösung von 10-20 nm zu erreichen, wodurch sowohl stöchiometrische Unterschiede, als auch Unterschiede in der Expressionsdichte detektiert werden können. In dieser Arbeit wurde die einzelmolekülsensitive Methode dSTORM genutzt, um die Rezeptorkomposition von verschiedenen Zelllinien aber auch von primären Patientenzellen mit zugrundeliegenden hämatologischen Erkrankungen zu quantifizieren. Schwerpunkte dieser Arbeit sind dabei die artefaktfreie Quantifizierung, stöchiometrische Analysen von Oligomerisierungszuständen, sowie die Kolokalisationsanalyse von Membranrezeptoren. Grundvoraussetzung für die Quantifizierung von Rezeptoren sind dabei gut schaltbare Farbstoffe, sowie Label, welche die Zielstruktur spezifisch markieren ohne dabei Hintergrund durch unspezifische Bindung zu generieren. Um dies zu gewährleisten, kamen Antikörper mit einem vordefinierten DOL (degree of labeling; engl. für: Markierungsgrad) zum Einsatz, welche auch in der Durchflusszytometrie standardmäßig eingesetzt werden. Protokolle zur Hintergrundreduktion wurden dabei an Zelllinien etabliert, bevor Primärzellen von Krebspatienten analysiert wurden. Durch quantitative Analysen konnten dabei deutliche Expressionsunterschiede zwischen den Zelllinien und den Patientenzellen, aber auch zwischen den verschiedenen Patienten gezeigt werden. Ein wichtiger Bestandteil dieser Arbeit ist die Fähigkeit, den Oligomerisierungszustand von Rezeptoren zu erkennen, was eine genauere Quantifizierung der Membran-rezeptordichten im Vergleich zur Durchflusszytometrie ermöglicht. Allerdings können diese Oligomerisierungszustände auch Informationen über die Aktivierung eines Rezeptors beinhalten, wie zum Beispiel von FLT3, einer Tyrosinkinase, welche zur Aktivierung dimerisieren muss. Hierfür wurden verschiedene bekannte Monomere und Dimere verglichen, um die typische Lokalisationsstatistik von vereinzelten gebundenen Antikörpern mit der von zwei oder mehr Antikörpern, welche nah beieinanderliegen, zu vergleichen. Durch weitere Etablierungsexperimente sowie Kolokalisationsanalysen konnte außerdem bewiesen werden, dass Antikörper trotz ihrer Größe auch an nah benachbarte Epitope binden können. Diese Analyseverfahren wurden im weiteren Verlauf zur Quantifizierung und Visualisierung von Rezeptoren an zwei klinisch relevanten Beispielen angewendet. Zum einen wurden verschiedene therapeutisch relevante Rezeptoren wie z.B. CD38, BCMA und SLAMF7 für das Multiple Myelom, einer malignen Erkrankung von Plasmazellen, auf Patientenzellen analysiert und quantifiziert. Zusätzlich wurde der Einfluss von TP53 und KRAS Mutationen auf die Rezeptorexpressionen anhand der Multiplen Myelom Zelllinien OPM2 und AMO1 untersucht, bei denen eindeutige Unterschiede in der Rezeptorexpression detektiert wurden. Zum anderen wurde FLT3, welches ein therapeutischer Zielrezeptor für die akute myeloische Leukämie ist, sowohl auf Zelllinien als auch auf Patientenzellen quantifiziert und stöchiometrisch analysiert. Hierbei wurden auch Zellen welche eine Midostaurinresistenz entwickelt haben mit Zellen, welche auf diesen Typ I Tyrosinkinase Inhibitor ansprechen, auf ihre FLT3 Rezeptorexpression und ihren Oligomerisierungszustand verglichen. KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Membranrezeptor KW - Hochaufgelöste Fluoreszenzmikroskopie KW - Super-resolution microscopy KW - Membrane receptor Y1 - 2021 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-250048 ER - TY - THES A1 - Zwettler, Fabian Ulrich T1 - Expansionsmikroskopie kombiniert mit hochauflösender Fluoreszenzmikroskopie T1 - Expansion Microscopy combined with Super-Resolution Fluorescence Microscopy N2 - Fluorescence microscopy is a form of light microscopy that has developed during the 20th century and is nowadays a standard tool in Molecular and Cell biology for studying the structure and function of biological molecules. High-resolution fluorescence microscopy techniques, such as dSTORM (direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy) allow the visualization of cellular structures at the nanometre scale (10−9 m). This has already made it possible to decipher the composition and function of various biopolymers, such as proteins, lipids and nucleic acids, up to the three-dimensional (3D) structure of entire organelles. In practice, however, it has been shown that these imaging methods and their further developments still face great challenges in order to achieve an effective resolution below ∼ 10 nm. This is mainly due to the nature of labelling biomolecules. For the detection of molecular structures, immunostaining is often performed as a standard method. Antibodies to which fluorescent molecules are coupled, recognize and bind specifcally and with high affnity to the molecular section of the target structure, also called epitope or antigen. The fluorescent molecules serve as reporter molecules which are imaged with the use of a fluorescence microscope. However, the size of these labels with a length of about 10-15 nm in the case of immunoglobulin G (IgG) antibodies, cause a detection of the fluorescent molecules shifted to the real position of the studied antigen. In dense regions where epitopes are located close to each other, steric hindrance between antibodies can also occur and leads to an insuffcient label density. Together with the shifted detection of fluorescent molecules, these factors can limit the achievable resolution of a microscopy technique. Expansion microscopy (ExM) is a recently developed technique that achieves a resolution improvement by physical expansion of an investigated object. Therefore, biological samples such as cultured cells, tissue sections, whole organs or isolated organelles are chemically anchored into a swellable polymer. By absorbing water, this so-called superabsorber increases its own volume and pulls the covalently bound biomolecules isotropically apart. Routinely, this method achieves a magnifcation of the sample by about four times its volume. But protocol variants have already been developed that result in higher expansion factors of up to 50-fold. Since the ExM technique includes in the frst instance only the sample treatment for anchoring and magnifcation of the sample, it can be combined with various standard methods of fluorescence microscopy. In theory, the resolution of the used imaging technique improves linearly with the expansion factor of the ExM treated sample. However, an insuffcient label density and the size of the antibodies can here again impair the effective achievable resolution. The combination of ExM with high-resolution fluorescence microscopy methods represents a promising strategy to increase the resolution of light microscopy. In this thesis, I will present several ExM variants I developed which show the combination of ExM with confocal microscopy, SIM (Structured Illumination Microscopy), STED (STimulated Emission Depletion) and dSTORM. I optimized existing ExM protocols and developed different expansion strategies, which allow the combination with the respective imaging technique. Thereby, I gained new structural insights of isolated centrioles from the green algae Chlamydomonas reinhardtii by combining ExM with STED and confocal microscopy. In another project, I combined 3D-SIM imaging with ExM and investigated the molecular structure of the so-called synaptonemal complex. This structure is formed during meiosis in eukaryotic cells and contributes to the exchange of genetic material between homologous chromosomes. Especially in combination with dSTORM, the ExM method showed its high potential to overcome the limitations of modern fluorescence microscopy techniques. In this project, I expanded microtubules in mammalian cells, a polymer of the cytoskeleton as well as isolated centrioles from C. reinhardtii. By labelling after expansion of the samples, I was able to signifcantly reduce the linkage error of the label and achieve an improved label density. In future, these advantages together with the single molecule sensitivity and high resolution obtained by the dSTORM method could pave the way for achieving molecular resolution in fluorescence microscopy N2 - Die Fluoreszenzmikroskopie ist eine Form der Lichtmikroskopie, die sich im Laufe des 20. Jahrhunderts entwickelt hat und heutzutage standardmäßig in der Molekular-und Zellbiologie zur Erforschung von Aufbau und Funktion biologischer Moleküle eingesetzt wird. Hochauflösende Verfahren der Fluoreszenzmikroskopie, wie die dSTORM (direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy) Technik, ermöglichen die Visualisierung zellulärer Strukturen im Nanometer-Größenbereich (10−9 m). Dadurch konnte bereits die Zusammensetzung und Funktion unterschiedlicher Biopolymere, wie die von Proteinen, Lipiden und Nukleinsäuren, bis hin zum dreidimensionalen (3D) Aufbau ganzer Organellen entschlüsselt werden. In der Praxis zeigt sich jedoch, dass diese Bildgebungsverfahren und ihre Weiterentwicklungen immer noch vor großen Herausforderungen stehen, bevor eine effektive Auflösung von unter ∼10 nm erreicht werden kann. Die größte Hürde stellt die Art und Weise der Markierung von Biomolekülen dar. Bei dieser wird zum Nachweis molekularer Strukturen häufig die sogenannte Immunfärbung als Standardmethode eingesetzt. Antikörper, welche mit Fluoreszenzmolekülen gekoppelt werden, erkennen und binden hierbei spezifisch und mit hoher Affinität den Molekülabschnitt der Zielstruktur, auch Epitop oder Antigen genannt. Die Fluoreszenzmoleküle dienen als Reportermoleküle, welche mit Hilfe eines Fluoreszenzmikroskops abgebildet werden. Die Größe der Antikörper, mit einer Länge von etwa 10-15 nm im Falle von Immunglobulin G (IgG) Antikörpern, bewirkt jedoch eine Detektion der fluoreszierenden Moleküle verschoben zur eigentlichen Lage des untersuchten Antigens. In Regionen mit räumlich dicht nebeneinander liegenden Epitopen kann es zusätzlich zur sterischen Hinderung zwischen den Antikörpern kommen. Dies führt zu einer unzureichenden Markierungsdichte und stellt - zusammen mit der verschobenen Detektion der Fluoreszenzmoleküle - eine Limitierung der zu erreichenden Auflösung dar. Die Expansionsmikroskopie (ExM) ist ein neu entwickeltes Verfahren, welches eine Auflösungsverbesserung durch die physikalische Expansion eines untersuchten Objekts erreicht. Hierbei werden biologische Proben, wie beispielsweise kultivierte Zellen, Gewebeschnitte, ganze Organe oder isolierte Organellen, chemisch in ein quellbares Polymer verankert. Durch Absorption von Wasser vergrößert dieser sogenannte Superabsorber sein eigenes Volumen und zieht während der räumlichen Expansion die kovalent gebundenen Biomoleküle isotrop auseinander. Standardmäßig wird durch dieses Verfahren eine Vergrößerung der Proben um etwa das vierfache Volumen erreicht, wobei bereits Protokollvarianten entwickelt wurden, die eine bis zu 50-fache Expansion erzielt haben. Da die ExM-Technik zunächst nur die Probenbehandlung zur Verankerung und Vergrößerung der Probe selbst beinhaltet, kann sie mit unterschiedlichen Standardmethoden der Fluoreszenzmikroskopie kombiniert werden. Dadurch verbessert sich die Auflösung des verwendeten Bildgebungsverfahrens theoretisch linear um den Faktor der Volumenvergrößerung der ExM behandelten Probe. Eine unzureichende Markierungsdichte und die Größe der verwendeten Antikörper können auch hier die effektiv erreichbare Auflösung beeinträchtigen. Die Kombination der ExM mit hochauflösenden Verfahren der Fluoreszenzmikroskopie stellt eine vielversprechende Strategie zur Erhöhung der bisher erreichbaren Auflösung in der Lichtmikroskopie dar. In dieser Arbeit werde ich mehrere von mir entwickelte ExM Varianten vorstellen, welche die Kombination von ExM mit konfokaler Mikroskopie, SIM (Structured Illumination Microscopy), STED (STimulated Emission Depletion) und dSTORM zeigen. Um die Verbindung mit dem jeweiligen Bildgebungsverfahren zu ermöglichen, optimierte ich bestehende ExM-Protokolle und entwickelte unterschiedliche Expansionsstrategien. Dadurch konnte ich neue strukturelle Erkenntnisse von isolierten Zentriolen aus der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii durch die Verbindung von ExM mit STED und konfokaler Mikroskopie gewinnen. In einem weiteren Projekt kombinierte ich 3D-SIM mit ExM und untersuchte den molekularen Aufbau des sogenannten synaptonemalen Komplexes. Diese Struktur bildet sich in eukaryotischen Zellen während der Reifeteilung (Meiose) aus und trägt zum Austausch des genetischen Materials zwischen homologen Chromosomen bei. Vor allem in Verbindung mit dSTORM zeigte sich das hohe Potential der ExM-Methode, die bisherigen Limitierungen moderner Techniken der Fluoreszenzmikroskopie zu überwinden. In diesem Projekt expandierte ich Mikrotubuli in Säugetierzellen, ein Polymer des Zytoskeletts, sowie isolierte Zentriolen aus C. reinhardtii. Dadurch, dass die Markierung erst nach dem Expandieren der Proben erfolgte, gelang es, den Abstandsfehler der Markierung deutlich zu verringern und eine verbesserte Markierungsdichte zu erreichen. Diese Vorteile könnten in Verbindung mit der Einzelmolekülsensititvität und hohen Auflösung der dSTORM Methode Wegbereiter zur Erreichung einer molekularen Auflösung sein KW - Fluoreszenzmikroskopie KW - Expansionsmikroskopie KW - Einzelmolekül-Lokalisationsmikroskopie KW - Zentriolen KW - Synaptonemaler Komplex Y1 - 2021 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:bvb:20-opus-212362 ER -