Lin Fei

• Optogenetics is a powerful technique that utilizes light to precisely regulate physiological activities of neurons and other cell types. Specifically, light-sensitive ion channels, pumps or enzymes are expressed in cells to enable their regulation by illumination, thus allowing for precise control of biochemical signaling pathways. The first part of my study involved the construction, optimization, and characterization of two optogenetic tools, KCR1 and NCR1. Elena Govorunova et al. discovered a lightgated potassium channel, KCR1, in theOptogenetics is a powerful technique that utilizes light to precisely regulate physiological activities of neurons and other cell types. Specifically, light-sensitive ion channels, pumps or enzymes are expressed in cells to enable their regulation by illumination, thus allowing for precise control of biochemical signaling pathways. The first part of my study involved the construction, optimization, and characterization of two optogenetic tools, KCR1 and NCR1. Elena Govorunova et al. discovered a lightgated potassium channel, KCR1, in the protozoan Hyphochytrium catenoides. Traditional potassium ion channels are classified as either ligand-gated or voltage-gated and possess conserved pore-forming domains and K+ -selective filters. However, KCR1 is unique in that it does not contain the signature sequence of previously known K+ channels and is a channelrhodopsin. We synthesized the KCR1 plasmid according to the published sequence and expressed it in Xenopus oocytes. Due to the original KCR1 current being too small, I optimized it into KCR1 2.0 to improve its performance by fusing LR (signal peptide LucyRho, enhances expression) at the N-terminal and T (trafficking signal peptide) and E (ER export signal peptide) at the C-terminal. Additionally, I investigated the light sensitivity, action spectrum, and kinetics of KCR1 2.0 in Xenopus oocytes. The potassium permeability of KCR1 2.0, PK/Pna  24, makes KCR1 2.0 a powerful hyperpolarizing tool that can be used to inhibit neuronal firing in animals. Inspired by KCR1, we used the KCR1 sequence as a template for gene sequence alignment with the sequences in H. catenoides. We found that NCR1 and KCR1 have similar gene sequences. NCR1 was characterized by us as a light-gated sodium channel. This NCR1 was also characterized and published by Govorunova et al. very recently, with the name HcCCR. Due to the original NCR1 current being too small, I optimized it into NCR1 2.0 to improve its performance by fusing LR at the N-terminal and T and E at the C-terminal, which significantly improved the expression level and greatly increased the current amplitude of NCR1. Full-length NCR1 2.0 contains 432 amino acids. To test whether the number of amino acids changes the characteristics of NCR1 2.0, we designed NCR1 2.0 (330), NCR1 2.0 (283), and NCR1 2.0 (273) by retaining the number of amino acids at 330, 280, and 273 in NCR1 2.0, respectively. As the number of amino acids decreased, the current in NCR1 2.0 increased. I also investigated the light sensitivity, action spectrum, and kinetics of NCR1 2.0 (273) in the Xenopus Abstract 2 oocytes. We performed four point mutations at amino acid positions 133 and 116 of NCR1 2.0 and analyzed the reversal potentials of the mutants. The mutations were as follows: NCR1 2.0 (273 D116H), NCR1 2.0 (273 D116E), NCR1 2.0 (283 V133H), and NCR1 2.0 (283 D116Q). The second part of this study focuses on light-induced water transport using optogenetic tools. We explored the use of optogenetic tools to regulate water flow by changing the osmolarity in oocytes. Water flux through AQP1 is driven by the osmotic gradient that results from concentration differences of small molecules or ions. Therefore, we seek to regulate ion concentrations, using optogenetic tools to regulate the flux of water noninvasively. To achieve this, I applied the light-gated cation channels XXM 2.0 and NCR1 2.0 to regulate the concentration of Na+ , while K + channel KCR1 2.0 was used to regulate K + concentration. As Na+ flows into the Xenopus oocytes, the membrane potential of the oocytes becomes positive, and Clcan influx through the light-gated anion channel GtACR1. By combining these optogenetic tools to regulate NaCl or KCl concentrations, I can change the osmolarity inside the oocytes, thus regulating the flux of water. I co-expressed AQP1 with optogenetic tools in the oocytes to accelerate water flux. Overall, I designed three combinations (1: AQP1, XXM 2.0 and GtACR1. 2: AQP1, NCR1 2.0 and GtACR1. 3: AQP1, KCR1 2.0 and GtACR1) to regulate the flow of water in oocytes. The shrinking or swelling of the oocytes can only be achieved when AQP1, light-gated cation channels (XXM 2.0/NCR1 2.0/KCR1 2.0), and light-gated anion channels (GtACR1) are expressed together. The illumination after expression of either or both alone does not result in changes in oocyte morphology. In sum, I demonstrated a novel strategy to manipulate water movement into and out of Xenopus oocytes, non-invasively through illumination. These findings provide a new avenue to interfere with water homeostasis as a means to study related biological phenomena across cell types and organisms.…
• Die Optogenetik ist eine leistungsstarke Technik, die Licht zur präzisen Regulierung der physiologischen Aktivitäten von Neuronen und anderen Zelltypen einsetzt. Konkret werden Licht-empfindliche Ionenkanäle, Pumpen oder Enzyme in Zellen exprimiert, um ihre Regulierung durch Belichtung zu ermöglichen und so eine präzise Kontrolle biochemischer Signalwege zu ermöglichen. Der erste Teil meiner Studie umfasste die Konstruktion, Optimierung und Charakterisierung von zwei optogenetischen Werkzeugen, KCR1 und NCR1. Elena Govorunova und MitarbeiterDie Optogenetik ist eine leistungsstarke Technik, die Licht zur präzisen Regulierung der physiologischen Aktivitäten von Neuronen und anderen Zelltypen einsetzt. Konkret werden Licht-empfindliche Ionenkanäle, Pumpen oder Enzyme in Zellen exprimiert, um ihre Regulierung durch Belichtung zu ermöglichen und so eine präzise Kontrolle biochemischer Signalwege zu ermöglichen. Der erste Teil meiner Studie umfasste die Konstruktion, Optimierung und Charakterisierung von zwei optogenetischen Werkzeugen, KCR1 und NCR1. Elena Govorunova und Mitarbeiter entdeckten einen lichtgesteuerten Kaliumkanal, KCR1, in dem Protozoen Hyphochytrium catenoides. Herkömmliche Kalium-Ionenkanäle werden entweder als ligandengesteuert oder spannungsgesteuert klassifiziert und verfügen über konservierte porenbildende Domänen und K+-selektive Filter. KCR1 ist jedoch insofern einzigartig, als er nicht die Signatursequenz der bisher bekannten K+-Kanäle enthält und ein Kanalrhodopsin ist. Wir synthetisierten das KCR1-Plasmid entsprechend der veröffentlichten Sequenz und exprimierten es in Xenopus-Oozyten. Da der ursprüngliche KCR1-Strom zu klein war, optimierte ich ihn zu KCR1 2.0, um seine Leistung zu verbessern, indem LR (Signalpeptid LucyRho, verbessert die Expression) am N-Terminus und T (Trafficking-Signalpeptid) und E (ER-Export-Signalpeptid) am C-Terminus fusioniert wurden. Außerdem untersuchte ich die Lichtempfindlichkeit, das Wirkungs-Spektrum und die Kinetik von KCR1 2.0 in Xenopus-Oozyten. Die Kaliumpermeabilität von KCR1 2.0, PK/PNa  24, macht KCR1 2.0 zu einem leistungsfähigen hyperpolarisierenden Werkzeug, das zur Hemmung von Nervenzellen in Tieren eingesetzt werden kann. Inspiriert von KCR1 verwendeten wir die KCR1-Sequenz als Vorlage für den Gen-Sequenzabgleich mit Sequenzen in H. catenoides. Wir fanden heraus, dass NCR1 und KCR1 ähnliche Gensequenzen haben. NCR1 wurde von uns als lichtgesteuerter Natriumkanal charakterisiert. NCR1 wurde ebenfalls von Govorunova et al. charakterisiert und vor kurzem unter dem Namen HcCCR veröffentlicht. Da der ursprüngliche NCR1-Strom zu gering war, optimierte ich ihn zu NCR1 2.0, um seine Leistung zu verbessern, indem ich LR am N-Terminus und T und E am C-Terminus fusionierte, was das Expressionsniveau erheblich verbesserte und die Stromamplitude von NCR1 stark erhöhte. NCR1 2.0 in voller Länge enthält 432 Aminosäuren. Um zu testen, ob die Anzahl der Aminosäuren die Eigenschaften von NCR1 2.0 verändert, haben wir NCR1 2.0 (330), NCR1 2.0 (283) und NCR1 2.0 (273) entwickelt, indem wir die Anzahl der Aminosäuren auf 330, 280 bzw. 273 in NCR1 2.0 verkürzt haben. Mit abnehmender Anzahl der Aminosäuren nahm der Strom in NCR1 2.0 zu. Ich untersuchte auch die Licht-Empfindlichkeit, das Wirkungsspektrum und die Kinetik von NCR1 2.0 (273) in Xenopus-Oozyten. Wir führten vier Punktmutationen an den Aminosäurepositionen 133 und 116 von NCR1 2.0 durch und analysierten die Umkehrpotentiale der Mutanten. Die Mutationen waren wie folgt: NCR1 2.0 (273 D116H), NCR1 2.0 (273 D116E), NCR1 2.0 (283 V133H), und NCR1 2.0 (283 D116Q). Der zweite Teil dieser Studie konzentriert sich auf den lichtinduzierten Wassertransport mit Hilfe optogenetischer Methoden. Wir untersuchten den Einsatz optogenetischer Werkzeuge zur Regulierung des Wasserflusses durch Veränderung der Osmolarität in Oozyten. Der Wasserfluss durch AQP1 wird durch den osmotischen Gradienten angetrieben, der durch Konzentrationsunterschiede kleiner Moleküle oder Ionen entsteht. Daher versuchen wir, die Ionenkonzentration mit optogenetischen Mitteln zu regulieren, um den Wasserfluss nicht-invasiv zu steuern. Zu diesem Zweck verwendete ich die lichtgesteuerten Kationenkanäle XXM 2.0 und NCR1 2.0 zur Regulierung der Na+-Konzentration, während der K+-Kanal KCR1 2.0 zur Regulierung der K+-Konzentration eingesetzt wurde. Wenn Na+ in die Xenopus-Oozyten fließt, wird das Membranpotential der Oozyten positiv, und Cl- kann durch den lichtgesteuerten Anionenkanal GtACR1 einströmen. Durch die Kombination dieser optogenetischen Werkzeuge zur Regulierung der NaCl- oder KCl-Konzentration kann ich die Osmolarität innerhalb der Oozyten verändern und so den Wasserfluss regulieren. Ich habe AQP1 zusammen mit optogenetischen Werkzeugen in den Oozyten exprimiert, um den Wasserfluss zu beschleunigen. Insgesamt habe ich drei Kombinationen entwickelt (1: AQP1, XXM 2.0 und GtACR1. 2: AQP1, NCR1 2.0 und GtACR1. 3: AQP1, KCR1 2.0 und GtACR1) zur Regulierung des Wasserflusses in den Eizellen. Das Schrumpfen oder Anschwellen der Oozyten kann nur erreicht werden, wenn AQP1, lichtgesteuerte Kationenkanäle (XXM 2.0/NCR1 2.0/KCR1 2.0) und lichtgesteuerte Anionenkanäle (GtACR1) gemeinsam exprimiert werden. Die Belichtung nach Expression von einem oder beiden allein führt nicht zu Veränderungen der Morphologie der Oozyten. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass ich eine neuartige Strategie zur nicht-invasiven Beeinflussung der Wasserbewegung in und aus Xenopus-Oozyten durch Licht demonstriert habe. Diese Ergebnisse eröffnen einen neuen Weg zur Beeinflussung der Wasserhomöostase als Mittel zur Untersuchung verwandter biologischer Phänomene in verschiedenen Zelltypen und Organismen.…