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Ziel der Dissertation „Oktapeptide als neue Organokatalysatoren zur Hydrolyse von Phosphaten und Estern“ war es neue Oktapeptide zu finden, die die Fähigkeit besitzen Phosphate und Ester zu Hydrolysieren. In der Natur ist bei den Katalysereaktionen die Sekundärstruktur von entscheidender Bedeutung. Aus diesem Grunde wurde im Rahmen dieser Arbeit zunächst ein Modellsystem entwickelt, mit dem gezeigt werden konnte, dass es möglich ist mit einfachen Bausteinen wie Diaminobutan und dem in der Gruppe von Schmuck entwickelten Guanidiniocarbonylpyrrol ein Molekül zu entwickeln, welches eine stabile intramolekulare Schleife in polaren Lösungsmitteln ausbildet. Aufgrund der geringen Größe des Moleküls, konnte kein β-Faltblatt gebildet werden. Dennoch konnte mit Hilfe der NMR-Spektroskopie gezeigt werden, dass in dem polaren Lösungsmittel Methanol eine stabile Schleifenbildung mit einer intramolekularen Komplexierung stattfindet. Nach erfolgreicher Synthese des oben beschriebenen Testsystems wurde als nächster Schritt eine kombinatorische Organokatalysatorbibliothek mit 625 Mitgliedern aufgebaut. Die Struktur der Peptide kann man in drei Teile untergliedern. Der erste Teil ist die feste Phase, das Amino-TentaGel, an das nacheinander die einzelnen Aminosäuren gekuppelt wurden. An Stelle der Butylgruppe als Schleifenelement wurde Aib-D-Pro als β-Turn Element eingesetzt. Den dritten Teil bilden die bei der Synthese der Oktapeptide eingesetzten Aminosäuren AA1, AA3, AA6, AA8, die ein β-Faltblatt ausbilden sollten. Die kombinatorische Synthese der Bibliothek erfolgte nach der „Split and Mix“ Methode. Zum Unterscheiden der einzelnen Mitglieder untereinander, wurde die feste Phase zusammen mit einem Radiofrequenzchip in IRORI MikroKans gegeben. Durch die unterschiedlichen Aminosäuren ist die Bibliothek für die Katalyse in polaren Lösungsmitteln wie Wasser konzipiert worden. Als exemplarische Katalysereaktionen wurden dabei zwei Hydrolysereaktionen (Phosphatspaltung und Esterspaltung) ausgesucht. Zunächst wurde für beide Reaktionen ein Screening mit unterschiedlichen Bedingungen durchgeführt. Dabei hat sich gezeigt, dass bei der Phosphatspaltung nur dann die Reaktion katalysiert wurde, wenn das künstliche Argininanalogon, welches in unserer Arbeitsgruppe synthetisiert wurde, vorhanden war. Der beste Katalysator hat die Reaktion 175-mal schneller katalysiert als die unkatalysierte Reaktion. Bei dem Screening der Esterspaltung hat sich herausgestellt, dass die Aminosäure Histidin essentiell für die katalytische Aktivität ist. Der beste Katalysator bei der Esterspaltung hat die Hydrolyse des Esters 345-mal schneller katalysiert als die unkatalysierte Reaktion. Bei beiden Reaktionen hat sich gezeigt, dass die Sequenz der Katalysatoren sehr wichtig für die Katalyse ist. So verringert z.B. bei der Esterhydrolyse der Austausch zweier Aminosäuren eine Verringerung der Aktivität von dem Faktor 294 auf den Beschleunigungsfaktor 35. Auch konnten beide Katalysereaktionen in wässrigem gepufferten Lösung durchgeführt werden. Damit ist es möglich gewesen neue Oktapeptide für die Katalyse von Phosphat- und Esterspaltung zu finden und diese erfolgreich im Screening als auch in Lösung zu untersuchen.
Aus Lycopersicon esculentum Zellsuspensionskulturen konnte ein bisher unbekanntes Enzym isoliert und beschrieben werden, das die Hydrolyse von Methyljasmonat (MeJA) zu Jasmonsäure (JA) katalysiert. Das Enzym wurde als Methyljasmonat-Esterase (MeJA-Esterase) bezeichnet. Mittels Methyl-[2-14C]JA und [Methyl-3H]MeJA wurden qualitative und quantitative Enzymtestsysteme etabliert, welche die Reinigung und Charakterisierung des Enzyms erlaubten. Methyljasmonat-Esterase Aktivität konnte in 18 taxonomisch unterschiedlichen Zellsuspensionskulturen höherer Pflanzen sowie in differenziertem Gewebe (Blüte, Wurzel, Stengel und Blatt) von Lycopersicon esculentum cv. Moneymaker nachgewiesen werden. In einem 6-stufigen Reinigungsverfahren wurde das native Enzym mit einer Ausbeute von 2.2 % bis zur Homogenität 767-fach angereichert. Die native MeJA-Esterase kommt nativ als monomeres 26 kDa großes Protein vor. Unter denaturierenden Bedingungen konnte ein Molekulargewicht von 28 kDa bestimmt werden. Eine Analyse mittels ESI-TOF-Massenspektrometrie ergab ein Molekulargewicht von 28547 Da. Die native MeJA-Esterase hatte ein basisches pH-Optimum von 9.0. Optimale katalytische Aktivität zeigte die MeJA-Esterase bei einer Reaktionstemperatur von 40 C. Der isoelektrische Punkt lag bei pH 4.7. Eine vollständige und irreversible Hemmung der MeJA-Esterase konnte durch 5 mM Phenylmethylsulfonylfluorid (PMSF), einem Serinprotease-Inhibitor erzielt werden. Dieses Ergebnis lieferte einen Hinweis darauf, dass die MeJA-Esterase eine katalytische Triade mit einem reaktiven Serin-Rest besitzt. N-Methylmaleimid, Iodacetamid, Bestatin, Pepstatin und Leupeptin konnten die MeJA-Esterase nicht inhibieren. Nach der Reinigung der MeJA-Esterase wurde das Protein partiell mit der Endoproteinase LysC verdaut. Mittels Sequenzierung der Spaltpeptide und N-terminaler Sequenzierung der MeJA-Esterase konnte von vier Peptiden die Sequenz bestimmt werden. Ein Datenbankvergleich (SwissProt und EMBL) dieser Peptide mit bekannten Sequenzen zeigte eine hohe Homologie (bis zu 80 %) zu verschiedenen Esterasen und α-Hydroxynitrillyasen. Die Peptide konnten somit eindeutig als Bestandteile einer Esterase identifiziert werden. Zur Identifizierung des MeJA-Esterase Gens wurden aus den Peptidsequenzen degenerierte Primer abgeleitet und zur weiteren Klonierung verwendet. Über eine Reverse Transkription mit anschließender PCR wurde ein internes cDNA-Fragment (513 bp) amplifiziert. Mittels RACE (Rapid Amplification of cDNA Ends) konnten das 5´-und 3´-Ende der MeJA-Esterase cDNA ermittelt werden. Die Nucleotidsequenz umfasste einen offenen Leserahmen von 786 bp. Die davon abgeleitete Aminosäuresequenz codierte ein offenes Leseraster für ein Protein von 262 Aminosäuren. Datenbankvergleiche der vollständigen Aminosäuresequenz zeigten Homologien von 33 – 47 % zu Esterasen und α-Hydroxynitrillyasen. Die Aminosäuren der katalytischen Triade, die in den homologen Proteinen hochkonserviert waren, konnten bei der MeJA-Esterase als Serin-83, Asparaginsäure-211 und Histidin-240 ermittelt werden. Diese drei Aminosäuren bilden vermutlich das katalytische Zentrum der MeJA-Esterase. Darüber hinaus konnte eine hochkonservierte Signatur, die allen Lipasen gemeinsam ist in der Aminosäuresequenz der MeJA-Esterase identifziert werden. Diese Ergebnisse erlauben eine Einordnung der MeJA-Esterase in die Superfamilie der „alpha/beta-Fold“-Hydrolasen. Untersuchungen der Primärstruktur der MeJA-Esterase legten den Schluss nahe, dass es sich um ein cytosolisches Enzym handelt. Eine Southern-Blot Analyse mit genomischer DNA aus L. esculentum wurde zur Abschätzung der Kopienzahl der zum Protein der MeJA-Esterase korresporendierenden Gene durchgeführt. Dabei wurden zwei bis sieben DNA-Abschnitte ermittelt, die mit der Volllänge-Sonde der MeJA-Esterase hybridisierten. Dieses Ergebnis lässt vermuten, dass die MeJA-Esterase zu einer Genfamilie gehört. Unklar bleibt jedoch, ob es sich um mehrere homologe Gene handelt, oder ob eine Hybridisierung der Volllänge-Sonde mit Pseudogenen erfolgte. Die heterologe Expression der MeJA-Esterase cDNA wurde erfolgreich durchgeführt. Hierdurch wurde der Beweis erbracht werden, dass die klonierte cDNA tatsächlich für das Gen der MeJA-Esterase codierte. Nach Klonierung der cDNA in den pQE70-Expressionsvektor und Transformation in kompetente E. coli (M15) konnte im Proteinrohextrakt eine spezifische Enzymaktivität von 1.64 pkat/mg detektiert werden. In einem 4-stufigen Reinigungsverfahren wurde das heterolog exprimierte Enzym mit einer Ausbeute von 0.8 % bis zur Homogenität 283-fach angereichert. Untersuchungen zur Substratspezifität zeigten, dass native und heterolog exprimierte MeJA-Esterase Methyljasmonat zu Jasmonsäure hydrolysierten. In beiden Fällen handelte es sich jedoch um kein hochspezifisches Enzym. Für die native MeJA-Esterase konnte ein KM-Wert von 14.7 ± 0.8 µM und für die heterolog exprimierte MeJA-Esterase ein KM-Wert von 24.3 ± 2.3 µM ermittelt werden.