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Protein purification is the vital basis to study the function, structure and interaction of proteins. Widely used methods are affinity chromatography-based purifications, which require different chromatography columns and harsh conditions, such as acidic pH and/or adding imidazole or high salt concentration, to elute and collect the purified proteins. Here we established an easy and fast purification method for soluble proteins under mild conditions, based on the light-induced protein dimerization system improved light-induced dimer (iLID), which regulates protein binding and release with light. We utilize the biological membrane, which can be easily separated by centrifugation, as the port to anchor the target proteins. In Xenopus laevis oocyte and Escherichia coli, the blue light-sensitive part of iLID, AsLOV2-SsrA, was targeted to the plasma membrane by different membrane anchors. The other part of iLID, SspB, was fused with the protein of interest (POI) and expressed in the cytosol. The SspB-POI can be captured to the membrane fraction through light-induced binding to AsLOV2-SsrA and then released purely to fresh buffer in the dark after simple centrifugation and washing. This method, named mem-iLID, is very flexible in scale and economic. We demonstrate the quickly obtained yield of two pure and fully functional enzymes: a DNA polymerase and a light-activated adenylyl cyclase. Furthermore, we also designed a new SspB mutant for better dissociation and less interference with the POI, which could potentially facilitate other optogenetic manipulations of protein–protein interaction.
Aus Lycopersicon esculentum Zellsuspensionskulturen konnte ein bisher unbekanntes Enzym isoliert und beschrieben werden, das die Hydrolyse von Methyljasmonat (MeJA) zu Jasmonsäure (JA) katalysiert. Das Enzym wurde als Methyljasmonat-Esterase (MeJA-Esterase) bezeichnet. Mittels Methyl-[2-14C]JA und [Methyl-3H]MeJA wurden qualitative und quantitative Enzymtestsysteme etabliert, welche die Reinigung und Charakterisierung des Enzyms erlaubten. Methyljasmonat-Esterase Aktivität konnte in 18 taxonomisch unterschiedlichen Zellsuspensionskulturen höherer Pflanzen sowie in differenziertem Gewebe (Blüte, Wurzel, Stengel und Blatt) von Lycopersicon esculentum cv. Moneymaker nachgewiesen werden. In einem 6-stufigen Reinigungsverfahren wurde das native Enzym mit einer Ausbeute von 2.2 % bis zur Homogenität 767-fach angereichert. Die native MeJA-Esterase kommt nativ als monomeres 26 kDa großes Protein vor. Unter denaturierenden Bedingungen konnte ein Molekulargewicht von 28 kDa bestimmt werden. Eine Analyse mittels ESI-TOF-Massenspektrometrie ergab ein Molekulargewicht von 28547 Da. Die native MeJA-Esterase hatte ein basisches pH-Optimum von 9.0. Optimale katalytische Aktivität zeigte die MeJA-Esterase bei einer Reaktionstemperatur von 40 C. Der isoelektrische Punkt lag bei pH 4.7. Eine vollständige und irreversible Hemmung der MeJA-Esterase konnte durch 5 mM Phenylmethylsulfonylfluorid (PMSF), einem Serinprotease-Inhibitor erzielt werden. Dieses Ergebnis lieferte einen Hinweis darauf, dass die MeJA-Esterase eine katalytische Triade mit einem reaktiven Serin-Rest besitzt. N-Methylmaleimid, Iodacetamid, Bestatin, Pepstatin und Leupeptin konnten die MeJA-Esterase nicht inhibieren. Nach der Reinigung der MeJA-Esterase wurde das Protein partiell mit der Endoproteinase LysC verdaut. Mittels Sequenzierung der Spaltpeptide und N-terminaler Sequenzierung der MeJA-Esterase konnte von vier Peptiden die Sequenz bestimmt werden. Ein Datenbankvergleich (SwissProt und EMBL) dieser Peptide mit bekannten Sequenzen zeigte eine hohe Homologie (bis zu 80 %) zu verschiedenen Esterasen und α-Hydroxynitrillyasen. Die Peptide konnten somit eindeutig als Bestandteile einer Esterase identifiziert werden. Zur Identifizierung des MeJA-Esterase Gens wurden aus den Peptidsequenzen degenerierte Primer abgeleitet und zur weiteren Klonierung verwendet. Über eine Reverse Transkription mit anschließender PCR wurde ein internes cDNA-Fragment (513 bp) amplifiziert. Mittels RACE (Rapid Amplification of cDNA Ends) konnten das 5´-und 3´-Ende der MeJA-Esterase cDNA ermittelt werden. Die Nucleotidsequenz umfasste einen offenen Leserahmen von 786 bp. Die davon abgeleitete Aminosäuresequenz codierte ein offenes Leseraster für ein Protein von 262 Aminosäuren. Datenbankvergleiche der vollständigen Aminosäuresequenz zeigten Homologien von 33 – 47 % zu Esterasen und α-Hydroxynitrillyasen. Die Aminosäuren der katalytischen Triade, die in den homologen Proteinen hochkonserviert waren, konnten bei der MeJA-Esterase als Serin-83, Asparaginsäure-211 und Histidin-240 ermittelt werden. Diese drei Aminosäuren bilden vermutlich das katalytische Zentrum der MeJA-Esterase. Darüber hinaus konnte eine hochkonservierte Signatur, die allen Lipasen gemeinsam ist in der Aminosäuresequenz der MeJA-Esterase identifziert werden. Diese Ergebnisse erlauben eine Einordnung der MeJA-Esterase in die Superfamilie der „alpha/beta-Fold“-Hydrolasen. Untersuchungen der Primärstruktur der MeJA-Esterase legten den Schluss nahe, dass es sich um ein cytosolisches Enzym handelt. Eine Southern-Blot Analyse mit genomischer DNA aus L. esculentum wurde zur Abschätzung der Kopienzahl der zum Protein der MeJA-Esterase korresporendierenden Gene durchgeführt. Dabei wurden zwei bis sieben DNA-Abschnitte ermittelt, die mit der Volllänge-Sonde der MeJA-Esterase hybridisierten. Dieses Ergebnis lässt vermuten, dass die MeJA-Esterase zu einer Genfamilie gehört. Unklar bleibt jedoch, ob es sich um mehrere homologe Gene handelt, oder ob eine Hybridisierung der Volllänge-Sonde mit Pseudogenen erfolgte. Die heterologe Expression der MeJA-Esterase cDNA wurde erfolgreich durchgeführt. Hierdurch wurde der Beweis erbracht werden, dass die klonierte cDNA tatsächlich für das Gen der MeJA-Esterase codierte. Nach Klonierung der cDNA in den pQE70-Expressionsvektor und Transformation in kompetente E. coli (M15) konnte im Proteinrohextrakt eine spezifische Enzymaktivität von 1.64 pkat/mg detektiert werden. In einem 4-stufigen Reinigungsverfahren wurde das heterolog exprimierte Enzym mit einer Ausbeute von 0.8 % bis zur Homogenität 283-fach angereichert. Untersuchungen zur Substratspezifität zeigten, dass native und heterolog exprimierte MeJA-Esterase Methyljasmonat zu Jasmonsäure hydrolysierten. In beiden Fällen handelte es sich jedoch um kein hochspezifisches Enzym. Für die native MeJA-Esterase konnte ein KM-Wert von 14.7 ± 0.8 µM und für die heterolog exprimierte MeJA-Esterase ein KM-Wert von 24.3 ± 2.3 µM ermittelt werden.
Untersuchungen zur Akkumulation phenolischer Inhaltsstoffe von Equisetum an gametophytischen und unterirdisch wachsenden sporophytischen Geweben vervollständigten den Kenntnisstand der phenolischen Inhaltsstoffe in dieser Gattung. In beiden Geweben konnten – wie in oberirdischen sporophytischen Geweben – Hydroxyzimtsäurederivate nachgewiesen werden. Styrylpyrone und Protoflavonoide ersetzen hier die in oberirdischen sporophytischen Geweben nachgewiesenen Flavonoide. Hydroxyzimtsäurederivate wurden in Prothallien aller untersuchter Arten gefunden wohingegen in Rhizomen der jeweiligen Arten einzelne Hydroxyzimtsäurederivate fehlten. Die Inhaltsstoffmuster der Styrylpyrone bei verschiedenen Arten entsprachen sich weitgehend. Die sukzessive Analyse des Übergangsbereiches - unterirdisch wachsendes Rhizom zu oberirdischem Spross - zeigte einen ebenso sukzessiven Wechsel im Akkumulationsmuster. Der Gehalt löslicher Styrylpyrone nahm - von unten nach oben betrachtet - in gleichem Maße ab, wie der Gehalt an Flavonoiden anstieg. In lokal braun pigmentierten Sprossbereichen, die vereinzelt an oberirdisch wachsenden Sporophyten auftraten, wurden neben den in Rhizomen konstitutiv akkumulierten Styrylpyronen auch, offenbar durch Verwundung induziert, Styrylpyrone detektiert. In den grünen, nicht pigmentierten Bereichen dieser Sprosse wurden dagegen ausschließlich Flavonoide und Hydroxyzimtsäurederivate detektiert. Fluoreszenzmikroskopische Untersuchungen belegten eine vakuoläre Speicherung der löslichen Inhaltsstoffe Styrylpyrone und Hydroxyzimtsäurederivate in Rhizomen und Prothallien. Hydroxyzimtsäurederivate wurden vorwiegend in zentral liegenden Rhizombereichen detektiert, während Styrylpyrone über den gesamten Rhizomquerschnitt verteilt sichtbar gemacht werden konnten. Folgende Styrylpyrone wurden aus Rhizomen von E. arvense isoliert und mit Hilfe spektroskopischer Methoden in ihrer Struktur aufgeklärt: 3,4-Dihydroxy-6-(4´-hydroxy-E-styryl)-2-pyron-3-O-ß-D-glucopyranosid und 3,4-Dihydroxy-6-(3´-hydroxy-4´methoxy-E-styryl)-2-pyron-3-O-ß-glucopyranosid. Untersuchungen zur Biosynthese von Styrylpyronen zeigten eine enzymkatalysierte Bildung von Hispidin und Bisnoryangonin in Gametophyten verschiedener Equisetum-Arten sowie in Rhizomen und fertilen Sporophyten von E. arvense. Ebenso gelang der Nachweis der enzymatischen Glycosilierung von 3-Hydroxyhispidin zu Equisetumpyron in Gametophyten von E. arvense. Eine Styrylpyronsynthase wurde charakterisiert: Das pH-Optimum für die Bildung von Bisnoryangonin lag bei pH 7,5-7,8 und für die Bildung von Hispidin bei 6,8-7,0, jeweils in 0,5 M KPi-Puffer. Das Temperaturoptimum für die Bildung von Bisnoryangonin betrug 30° C bzw. 37°C für die Bildung von Hispidin. Die Substanzen Natriumascorbat in einer Konzentration von 20 mM, BSA (0,1 % w/V), Dithiothreitol (2,5 mM) bzw. Mercaptoethanol (7 mM) konnten die Enzymaktivität deutlich steigern. Die KmWerte wurden für die Substrate Kaffeoyl-CoA und Malonyl-CoA bei 116 µM bzw. 141 µM ermittelt. Für die Substrate p-Cumaroyl-CoA und Malonyl-CoA lagen die KmWerte bei 182 µM bzw. 238 µM. Das relative Molekulargewicht des nativen Enzyms wurde mittels Gelfiltration mit 78-80 kD bestimmt. Im Rahmen der Proteinreinigung wurde eine auf chromatographischen Techniken basierende Methode entwickelt, mit der die Styrylpyronsynthase mit einem Anreicherungsfaktor von 1107 bei einer Ausbeute von 0,08 % gereinigt werden konnte.