Rasha ElBashir

• Posttranslational modifications (PTMs) play a crucial role in many cellular processes. They are reversible, dynamic, and highly regulated events that alter the properties of proteins and increase their functional diversity. The identification and quantification of PTMs are critical for deciphering the molecular mechanisms of PTMs-related biological processes and disease treatment and prevention. Two of the most common and important PTMs that regulate many protein functions are acetylation and phosphorylation. An important role of acetylationPosttranslational modifications (PTMs) play a crucial role in many cellular processes. They are reversible, dynamic, and highly regulated events that alter the properties of proteins and increase their functional diversity. The identification and quantification of PTMs are critical for deciphering the molecular mechanisms of PTMs-related biological processes and disease treatment and prevention. Two of the most common and important PTMs that regulate many protein functions are acetylation and phosphorylation. An important role of acetylation is the regulation of DNA/RNA-protein interactions. A prominent example for this are histones, whose tail regions are lysine-rich and can be highly acetylated at their N-terminal domain. In spite of the utmost importance of this PTM, methods that allow the accurate measuring the site-specific acetylation degree are missing. One of the challenges in quantifying the acetylation degree at an individual lysine residue of the histones N-termini is the occurrence of multiple lysines in close proximity. Herein, we describe the development of the ”Fragment Ion Patchwork Quantification,” a new mass spectrometry-based approach for the highly accurate quantification of sites-pecific acetylation degrees. This method combines 13C1-acetyl derivatization on the protein level, proteolysis by low-specificity proteases and quantification on the fragment ion level. Acetylation degrees are determined from the isotope patterns of acetylated b and y ions. We have shown that this approach allows determining the site-specific acetylation degrees of all lysine residues for all core histones of Trypanosoma brucei. In addition, we demonstrate the use of this approach to identify the substrate sites of histone acetyltransferases and to monitor the changes in acetylation of the histones of canonical nucleosome and transcription start site nucleosomes. Phosphorylation is one of the most common and most important PTMs. The analysis of the human genome showed that there are about 518 kinases and more than 500,000 phosphorylation sites are believed to exist in the cellular proteome. Protein phosphorylation plays a crucial role in signaling many different cell processes, such as intercellular communication, cell growth, differentiation of proliferation and apoptosis. Whereas MS-based identification and relative quantification of singly phosphorylated peptides have been greatly improved during the last decade, and large-scale analysis of thousands of phosphopeptides can now be performed on a routine-base, the analysis of multi-phosphorylated peptides is still lagging vastly behind. The low pKa value of phosphate group and the associated negative charge are considered the major source of the problems with the analysis of multi-phosphorylated peptides. These problems include the formation of phosphopeptide-metal complexes during liquid chromatography (e.g. Fe 3+), which leads to a drastic deterioration of the chromatographic properties of these peptides (peak tailing), the decreased ionization efficiencies of phosphorylated peptides compared to their unphosphorylated counterparts, the labile nature of phosphate during CID/HCD fragmentation, and the unsuitability of low-charged phosphopeptides for ETD fragmentation are the most important factors that hinder phosphorylation analysis by LC-MS/MS. Here we aimed to develop a method for improving the identification of multi-phosphorylated peptides as well as the localization of phosphorylation sites by charge-reversal derivatization of the phosphate groups. This method employs a carbodiimide-mediated phosphoramidation to converted the phosphates to stable aromatic phosphoramidates. This chemical modification of phosphosite(s) reversed the negative charge of the phosphate group(s) and increased the number of the positive charges within the phosphopeptide. This modification prevented the formation of phosphopeptide-metal ion complexes that dramatically decreases or completely diminishes the signal intensity of protonated phosphopeptides, specifically multi-phosphorylated peptides. Furthermore, the increased net charge the (phospho-)peptides made them suitable for ETD fragmentation, which generated a high number of fragment ions with high intensities that led to a better phosphopeptide identification and localization of phosphosite(s) with high confidence.…
• Posttranslationale Modifikationen (PTMs) spielen eine entscheidende Rolle in vielen zellulären Prozessen. Sie sind reversible, dynamische und hochregulierte Ereignisse, die die Proteineneigenschaften verändern und ihre funktionale Diversität erhöhen. Die Identifizierung und Quantifizierung von PTMs sind wesentlich für die Entschlüsselung der molekularen Mechanismen von PTM-regulierten biologischen Prozessen und für ein besseres Verständnis der Rolle posttranslationaler Modifikationen bei einer Vielzahl von Krankheiten. Zwei der bedeutendstenPosttranslationale Modifikationen (PTMs) spielen eine entscheidende Rolle in vielen zellulären Prozessen. Sie sind reversible, dynamische und hochregulierte Ereignisse, die die Proteineneigenschaften verändern und ihre funktionale Diversität erhöhen. Die Identifizierung und Quantifizierung von PTMs sind wesentlich für die Entschlüsselung der molekularen Mechanismen von PTM-regulierten biologischen Prozessen und für ein besseres Verständnis der Rolle posttranslationaler Modifikationen bei einer Vielzahl von Krankheiten. Zwei der bedeutendsten PTMs, welche die Funktion unzähliger Proteine regulieren sind die Acetylierung an Lysin-Resten und die Phosphorylierung an Serin-, Threonin- und Tyrosinresten. Im Rahmen dieser Arbeit wurden eine neue Methode zur Bestimmung des positionsspezifischen Acetylierungsgrades, sowie verbesserte Methoden für die Analyse der Phosphorylierung mittels Flüssigchromatographie-gekoppelter Tandem Massenspektrometrie entwickelt. Wir haben eine neue MS-basierte Methode (”Fragment Ion Patchwork Quantification”) entwickelt, welche es erlaubt die Acetylierungsgrade an individuellen Positionen mit hoher Genauigkeit zu messen. Diese Methode kombiniert die 13C1- Acetylderivatisierung von intakte Proteine, die Proteolyse durch Proteasen mit niedriger Spezifität, und die Quantifizierung auf dem MS2-Level. Die Acetylierungsgrade werden aus den Isotopenmustern von acetylierten b- und y-Ionen bestimmt. Obwohl unsere Methode zur Quantifizierung der positionsspezifischen Acetylierungsgrade auf jedes beliebige Protein angewandt werden kann, stand bei der Methodenentwicklung die Analyse der Histonacetylierung aufgrund ihrer herausragenden Bedeutung bei der Regulation der Genexpression im Vordergrund. Wir haben gezeigt, dass mit dieser Methode die Bestimmung der positionsspezifischen Acetylierungsgrade an allen Lysin Resten aller Core-Histone von Nukleosomhistone von Trypanosoma brucei möglich ist. Darüber hinaus haben wir diese Methode angewandt, um die Substrat-Positionen von Histon Acetyltransferasen zu identifizieren und um quantitative Veränderungen der Acetylierung an Histonen aus kanonischen Nukleosomen sowie Nukleosomen an Transkriptionsstartstellen zu analysieren. Phosphorylierung ist eine der häufigsten und wichtigsten posttranslational Proteinmodifikationen. Im Verlauf des Sequenzierung des humanen Genoms wurden 518 Gene für Proteinkinasen entdeckt und es wird angenommen, dass im zellulären Proteom mehr als 500 000 Phosphorylierungsstellen existieren. Die Proteinphosphorylierung spielet eine entscheidende Rolle in der Signalisierung vieler verschiedener Zellprozesse wie zum Beispiel der interzellulären Kommunikation, dem Zellwachstum, der Differenzierung der Proliferation und der Apoptose. Während bei der massenspektrometrie-basierte Identifizierung und relativen Quantifizierung von einfach phosphorylierten Peptiden in den letzten große Fortschritte erzielt wurden, und die Analyse tausender Phosphopeptide mittlerweile häufig routinemäßig durchgeführt werden kann, bereitet die massenspektrometrische Analyse merhfach phosphorylierter Peptide nach wie vor große Probleme. Der niedrige pKa-Wert der Phosphatgruppe, und die damit einhergehende negative Ladung ist die Hauptursache für die Probleme bei der Analyse merhfach phosphorylierter Peptide. Die mehrfache negative Ladung dieser Peptide führt zu einer ausgeprägten Neigung zur Komplexbildung mit mehrwertigen Metallionen (wie z.B. Fe3+), welche zu einer drmatischen Verschlechterung der chromatographischen Eigenschaften dieser Peptide führt (Peak Tailing), zu einer Verschlechterung der Ionisierungseffizienz, und zu einem ungewöhnlich niedrigen Protonierungsgrad im Positivionen-Modus, welcher diese Peptide für eine Fragmentierung mittels ETD ungeeignet macht. Im Rahmen dieser Arbeit wurde mittels chemischer Modifikation der Phosphatgruppe versucht sowohl die Detektion von mehrfach-phosphorylierten Peptiden, als auch die Lokalisierung von Phosphorylierungsstellen zu verbessern. Hierfür wurden die Phosphatgruppen unter Verwendung des Aktivierungsreagenzes EDC in hydrolysestabile, aromatische Phosphoramidate überführt. Die durch diese Modifikation erzielte Ladungsumkehr führt wie erwartet zu einer verbesserten Signalintensität bei den entsprechend modifizierten Phosphopeptiden, sowie zu einem verbesserten Fragmentierungsverhalten bei ETD, und somit letztlich zu einer verbesserten Lokalisierbarkeit der Phosphatgruppe inerhalb des Peptids.…