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TNF wird zunächst als TypII-Transmembranprotein (mTNF) gebildet und erst anschließend durch spezifische Spaltung durch die Metalloprotease TACE zum löslichen Zytokin sTNF prozessiert. Da mTNF der alleinige Hauptaktivator des TNFR2 ist und sich bisherige Untersuchungen zum TNF-Signaling weitgehend auf sTNF konzentrierten, ist vergleichsweise wenig über TNFR2-vermittelte Signaltransduktion bekannt. An TNFR1 sind dagegen beide TNF-Varianten bioaktiv. Trotz intensiver Untersuchung des TNFR1-Signaling sind jedoch auch hier viele Fragen noch unbeantwortet. Derzeit existieren deshalb zum TNFR1-Signaling zwei verschiedene Modellvorstellungen nebeneinander. Im ersten Modell, dem Modell der Kompartmentalisation, bindet TRADD erst nach Rezeptorinternalisierung an TNFR1, genauso wie FADD und Caspase-8. Die Rezeptorinternalisierung nach Ligandenbindung gilt hier daher als Voraussetzung für die TRADD-Rekrutierung und für die Apoptoseinduktion. Im zweiten Modell, dem Modell zweier sequentiell arbeitender Signalkomplexe, bindet TRADD dagegen bereits im membrangebundenen Signalkomplex an TNFR1. Anschließend dissoziiert TRADD vom Rezeptor, um im Zytoplasma einen zweiten, apoptoseinduzierenden Komplex mit FADD und Caspase-8 zu formen. Um mehr über TNFR2 zu erfahren und um das TNFR1-Signaling besser zu verstehen, wurden in dieser Arbeit die Signaltransduktion und die Geninduktion über TNFR1 und TNFR2 nach Stimulation mit mTNF untersucht. Ziel war es letztlich, eine Methode zu etablieren, die es erlaubt, membrangebundene TNFR1- und TNFR2-Signalkomplexe getrennt zu isolieren. Dazu wurden zunächst nicht zu sTNF spaltbare TNFR1- bzw. TNFR2-spezifische mTNF-Varianten mit GST-Tag hinsichtlich Rezeptorbindung und Rezeptoraktivierung näher charakterisiert. Die selektive Bindung dieser mTNF-Varianten an TNFR1 bzw. TNFR2 konnte gezeigt werden. Auch der Nachweis ihre Funktionalität in Versuchen zur IL8-Induktion war möglich. Mit Hilfe der TNFR1-spezifischen mTNF-Variante gelang im GST-Fishing die Koimmunopräzipitation von TNFR1, TRADD und TRAF2 und damit die Isolierung des membrangebundenen Signalkomplexes des TNFR1. Mit Hilfe einer TNFR2-spezifischen Variante konnten dagegen TNFR2 und TRAF2 koimmunopräzipitiert werden, TRADD dagegen nicht. Somit ließen sich mit den rezeptorspezifischen Varianten von mTNF die Rezeptorsignalkomplexe des TNFR1 und TNFR2 getrennt isolieren. Interessant war dabei insbesondere die TRADD-Rekrutierung an TNFR1 im membrangebundenen TNFR1-Signalkomplex. Da die Internalisierung von TNFR1 nach mTNF-Stimulation schwer vorstellbar ist, bindet TRADD offensichtlich an TNFR1, ohne dass eine Rezeptorinternalisierung Voraussetzung wäre. Damit erscheint das Modell der Kompartmentalisation zumindest für mTNF wenig plausibel. Dagegen sind die bisher für mTNF erhobenen Daten mit einer TRADD-Dissoziation vom Rezeptor vereinbar, weshalb ein Modell zweier sequentiell arbeitender Signalkomplexe durchaus auch für mTNF Gültigkeit besitzen könnte.
Liganden und Rezeptoren der TNF-Familie regulieren eine Vielzahl zellulärer Prozesse, darunter Apoptose und Immunprozesse. TNF-Liganden kommen in Form löslicher und membranständiger trimerer Moleküle vor, wobei die trimere Organisation durch die konservierte THD vermittelt wird. Im Gegensatz zu den membranständigen Molekülen können lösliche TNF-Liganden nicht immer an ihren TNF-Rezeptor binden oder ihn effektiv aktivieren. Für zwei solcher inaktiven TNF-Liganden, nämlich TRAIL und CD95L, konnte gezeigt werden, dass durch sekundäre Oligomerisierung oder durch artifizielle Herstellung einer Membranständigkeit mittels Antikörperdomänen gegen zelloberflächenexprimierte Proteine hochaktive Ligandenvarianten generiert werden können. Inwieweit sich diese Verfahren auf die T-Zell-kostimulatorischen TNF-Liganden OX40L, 41BBL und CD27L übertragen lassen, wurde in dieser Arbeit untersucht. Lösliche Flag- und Flag-TNC-Varianten von OX40L und 41BBL zeigten eine gute Bindung an die Rezeptoren OX40 und 41BB. Die lösliche Variante Flag-CD27L konnte nicht an ihren Rezeptor CD27 binden. Dies war aber nach Einführung der trimerstabilisierenden TNC-Domäne möglich. Eine effektive Aktivierung ihres Rezeptors, nachgewiesen durch Analyse der IL8-Induktion, bewirkten die löslichen TNF-Ligandenvarianten nur nach sekundärer Oligomerisierung mittels des Flag-spezifischen Antikörpers M2. Eine ähnlich gute TNFR-Aktivierung ließ sich durch Einführung der hexamerisierenden Fc-Domäne erzielen. Fc-Flag-OX40L und Fc-Flag-41BBL induzierten bereits ohne sekundäre Quervernetzung effektiv IL8. Die Hexamerisierung alleine reichte für die lösliche CD27L-Variante nicht aus, hier war zusätzlich zur Fc- wiederum auch die TNC-Domäne erforderlich, um die Bindung an CD27 und eine schwache IL8-Induktion zu erzielen. Für die FAP-bindenden Fusionsproteine antiFAP-Flag- OX40L, antiFAP-Flag-41BBL und antiFAP-Flag-TNC-CD27L war die Bindung an OX40, 41BB und CD27 sowie an FAP nachweisbar. Erst durch die artifizielle Membranständigkeit nach Bindung an FAP konnten diese Fusionsproteine über ihren Rezeptor effektiv IL8 induzieren. Zusammenfassend ließ sich somit zeigen, dass sich schwach oder nicht aktive lösliche Ligandenvarianten von OX40L und 41BBL durch sekundäre Oligomerisierung, durch die Fc-Hexamerisierungsdomäne und durch artifizielle Membranständigkeit in hochaktive Liganden verwandeln lassen. Lösliche CD27L-Varianten benötigen zusätzlich die trimerstabilisierende TNC-Domäne, um CD27 binden und aktivieren zu können. Für das bessere Verständnis der Ligand-Rezeptor-Interaktionen wurden zusätzlich OX40L-, 41BBL- und CD27L-Fusionsproteine mit der hochaktiven Gaussia princeps Luziferase (GpL) generiert, um Gleichgewichtsbindungs-, Dissoziationsstudien und homologe Kompetitionsassays durchführen zu können. Für die Fusionsproteine GpL-Flag-TNC-OX40L, GpL-Flag-TNC-41BBL und GpL-Flag-TNC-CD27L konnte gezeigt werden, dass die IL8-Induktion nicht von der Rezeptorbelegung abhängt, sondern von der sekundären Oligomerisierung, da bei gleicher Rezeptorbelegung durch sekundär quervernetzte TNF-Liganden mehr IL8 induziert wird, die Rezeptoraktivierung also qualitativ besser sein muss.