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Ziel dieser Arbeit war es, strukturelle Veränderungen präsynaptischer Aktiver Zonen als mögliches Korrelat synaptischer Plastizität zu detektieren. Damit soll die Hypothese getestet werden, dass strukturelle Plastizität Aktiver Zonen eine zentrale Rolle bei der Informationsverarbeitung im Gehirn und bei Lern- und Gedächtnisprozessen spielt. Dazu war es notwendig Methoden zu etablieren, die die strukturelle Analyse Aktiver Zonen und deren Veränderung in vitalem Gewebe ermöglichen. Um die Untersuchungen in einem Gewebe mit plastischen Eigenschaften durchzuführen, wurden Methoden zur Herstellung organotypischer hippocampaler Hirnschnittkulturen etabliert, da hippokampale Moosfasersynapsen ausgeprägte präsynaptische Plastizität aufweisen (Bliss und Collingridge, 1993). Durch Einzelzellelektroporation wurde es möglich, individuelle Neurone mit Transgenen zur Markierung der gesamten Zelle (DsRed) und synaptischer Substrukturen wie Aktive Zonen (z.B.: GFP-CAST, einem Fluorophor-markierten AZ-Protein) zu transfizieren. Mit konfokaler Bildgebung transfizierter Zellen konnten strukturierte Anreicherungen von GFP-CAST in Moosfaserboutons dargestellt werden. Konfokale Bildgebung von Doppelimmunfluoreszenzfärbungen zur detaillierten Analyse der Proteinlokalisation zeigte ein diffraktionsbedingtes Auflösungsdefizit, das auch durch die Anwendung von STED-Mikroskopie nicht zufriedenstellend gelöst werden konnte. Um eine präzise Karte synaptischer Proteine zu erstellen, wurde hochauflösende Mikroskopie (dSTORM) mit einer lateralen räumlichen Auflösung von 20 nm etabliert. Dabei erwiesen sich die ausgeprägte Plastizität, die hohe Dichte an Aktiven Zonen und die variable Gestalt der Boutons im hippokampalen Präparat als problematisch. Aus diesem Grund wurde die elektronenmikroskopisch gut charakterisierte neuromuskuläre Endplatte mit ihrer symmetrischen molekularen Struktur als Präparat für dSTORM verwendet. An der Endplatte konnte die molekulare Organisation der Aktiven-Zonen-Proteine Piccolo und Bassoon dargestellt werden. Zudem konnten erstmals die Mündungen postsynaptischer Falten lichtmikroskopisch aufgelöst werden. So gelang es Werkzeuge zu etablieren, die mit lichtmikroskopischen Methoden die Darstellung der Architektur Aktiver Zonen mit molekularer Auflösung ermöglichen. Die Herausforderung wird es sein, diese neue Dimension in funktionellem Kontext zu nutzen. Die experimentellen Grundlagen dazu wurden durch eine spezielle Badkammer und die Etablierung von Rollertubekulturen bereits gelegt. Dabei ermöglicht dSTORM die Adressierung quantitativer Fragestellungen bis hin zur Bestimmung der Molekülanzahl.
Ciliary neurotrophic factor (Cntf) acts as a differentiation and survival factor for different types of neurons and glial cells. It is expressed by peripheral Schwann cells and astrocytes in the central nervous system and mediates its effects via a receptor complex involving CntfRα, LifRß and gp130, leading to downstream activation of Stat3. Recent studies by our group have shown that Cntf modulates neuronal microtubule dynamics via Stat3/stathmin interaction. In a mouse model for motor neuron disease, i.e. pmn, Cntf is able to rescue axonal degeneration through Stat3/stathmin signaling. While these findings suggest a role of Cntf in controlling axonal functions in the neuromuscular system, additional data indicate that Cntf might also play a role in synaptic plasticity in the hippocampus. Electrophysiological recordings in hippocampal organotypic cultures and acute slices revealed a deficit in long-term potentiation (LTP) in Cntf -/- mice. This deficit was rescued by 24 h stimulation with Cntf, combined with an acute application of Cntf during LTP-measurements indicating that Cntf is both necessary and sufficient for hippocampal LTP, and possibly synaptic plasticity. Therefore, Cntf knockout mice were investigated to elucidate this possible role of Cntf in hippocampal LTP and synaptic plasticity.
First, we validated the presence of Cntf in the target tissue: in the hippocampus, Cntf was localized in Gfap-positive astrocytes surrounding small blood vessels in the fissure and in meningeal areas close to the dentate gyrus. Laser micro-dissection and qPCR analysis showed a similar distribution of Cntf-coding mRNA validating the obtained immunofluorescent results. Despite the strong LTP deficit in organotypic cultures, in vivo behavior of Cntf -/- mice regarding hippocampus-dependent learning and anxiety-related paradigms was largely inconspicuous. However, western blot analysis of hippocampal organotypic cultures revealed a significant reduction of pStat3 levels in Cntf -/- cultures under baseline conditions, which in turn were elevated upon Cntf stimulation. In order to resolve and examine synaptic structures we turned to in vitro analysis of cultured hippocampal neurons which indicated that pStat3 is predominantly located in the presynapse. In line with these findings, presynapses of Cntf -/- cultures were reduced in size and when in contact to astrocytes, contained less pStat3 immunoreactivity compared to presynapses in wildtype cultures.
In conclusion, our findings hypothesize that despite of a largely inconspicuous behavioral phenotype of Cntf -/- mice, Cntf appears to have an influence on pStat3 levels at hippocampal synapses. In a next step these two key questions need to be addressed experimentally: 1) is there a compensatory mechanism by members of the Cntf family, possibly downstream of pStat3, which explains the in vivo behavioral results of Cntf -/- mice and can likewise account for the largely inconspicuous phenotype in CNTF-deficient humans? 2) How exactly does Cntf influence LTP through Stat3 signaling? To unravel the underlying mechanism further experiments should therefore investigate whether microtubule dynamics downstream of Stat3 and stathmin signaling are involved in the Cntf-induced modulation of hippocampal synaptic plasticity, similar to as it was shown in motoneurons.