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Ziel der vorliegenden tierexperimentellen Studie war es, Unterschiede im Einheilverhalten der Werkstoffe Titan und VA-Stahl (316L) anhand der Matrixproteine Kollagen Typ I (C1), Kollagen Typ III (C3) und Fibronektin im implantatumgebenden Interface zu untersuchen und darzustellen. Hierzu wurden die Einheilkapseln der Implantate nach subkutaner, intramuskulärer und intraossärer Implantation nach den Bewertungskriterien Kapselqualität, Kapseldicke und Verteilungsmuster der Matrixproteine mittels konventioneller Mikroskopie und Konfokaler Laserscanning Mikroskopie (CLSM) analysiert. Nach subkutaner Implantation zeigten beide Werkstoffe in Übereinstimmung mit den Ergebnissen von SHANNON et al. (1997) vermehrt locker angeordnete, teils parallel orientierte Kollagenfasern mit erhöhtem Zellaufkommen an Fibroblasten und Makrophagen. Nach intramuskulärer Implantation jedoch fanden sich vorwiegend parallel angeordnete, teils dicht gepackte Kollagenfasern mit nur mäßig erhöhtem Zellaufkommen. Intramuskulär eingebrachte Implantate heilten in dünneren Kapseln ein, als subkutan eingebrachte Implantate. Es ergab sich keine Korrelation zu den ermittelten Kapselqualitäten. Dies erstaunt umso mehr, da unter der fortwährenden funktionellen Beanspruchung der intramuskulären Implantate im Bereich der Bauchmuskulatur gegenüber der statischeren Platzierung im subkutanen Rückenfett eine erhöhte Zell- und Matrixreaktion erwartet worden war. Im Lokalisationsvergleich zeigte sich intramuskulär für beide Werkstoffe ein erhöhtes Aufkommen an Fibronektin. Dies könnte auf die erhöhte Stoffwechselaktivität und funktionelle Belastung im Muskelgewebe zurückgeführt werden (ROSENGREN et al. 1994). Nach intraossärer Implantation konnten dünnere Kallusformationen für VA-Stahl gegenüber Titan in allen Proteinfluoreszenzen nachgewiesen werden. Die Qualität der Kallusformation und die histologische Kallusstruktur glichen sich mit zunehmender Implantationsdauer der regulären Knochenstruktur an. Die semiquantitativ beurteilte Verteilung der Matrixproteine mittels CLSM zeigte bei deutlichen Standardabweichungen für beide Werkstoffe erhöhte Fluoreszenz-Intensitäten nur in den implantatnahen Kapselanteilen. In den mittleren und den implantatfernen Kapselabschnitten waren für beide Werkstoffe inkonstant höhere Fluoreszenzwerte gegenüber den Vergleichskollektiven messbar. Der intraossäre Materialvergleich ergab implantatnahe und implantatferne Fluoreszenzmaxima für alle Matrixproteine, die mit zunehmender Implantationsdauer abfielen. Reproduzierbare, materialspezifische Unterschiede waren in Analogie zu BERGER-GORBET et al. (1996) nicht zu finden. In den mittleren Kallusabschnitten konnten reproduzierbare Fluoreszenzunterschiede nur bei Detektion von Kollagen Typ I (C1) in allen Zeitintervallen gesehen werden. Im Vergleich zur Literatur konnte die von VIROLAINEN et al. (1997) beschriebene biphasische Proteinanhäufung, wie auch ein wechselndes Proteinaufkommen (LINDHOLM et al. 1996) nach intraossärer Implantation nicht nachvollzogen werden. Ergänzende Beobachtungen der hier vorgestellten Studie verdeutlichen, dass die lokale, intraossäre Anreicherung von Matrixproteinen, unabhängig von Implantatinsertion oder gar Werkstoffeigenschaften, nach jeglicher Traumatisierung von Knochengewebe den knöchernen Reparationsprozess begleitet. Unter dem Aspekt der Restitutio ad Integrum von Knochenwunden können diese Beobachtungen auf das implantatnahe und das implantatferne Restitutionszentrum übertragen werden. Die Aktivität dieser Restitutionszentren hält bis zum Abschluss der knöchernen Remodellierung über 12 Wochen hinaus an. Dies deckt sich mit Aussagen von STEFLIK et al. (1998), wonach der periimplantäre Knochenumbau langfristig dynamisch bestehen bleibt. Um der zunehmenden Verbreitung nicht nur dentaler Implantate gerecht zu werden, muss auch zukünftig ein besseres Verständnis der Komunikationswege zwischen Implantaten und Biosystemen gewonnen werden. Dies bedeutet für die Herstellung und Weiterentwicklung von Implantaten, dass nicht nur die Werkstoff- und Oberflächenauswahl wichtig ist, sondern auch die funktionell erforderliche Oberflächenstrukturierung auf die gewünschte Wechselwirkung mit Bestandteilen der EZM und den Zellen angepasst sein sollte (THULL 2005). Die CLSM kann hierbei aufgrund der Möglichkeit der 3-dimensionalen in-situ-Darstellung des Implantatinterface biologisch-strukturelle und molekularbiologisch-immunologische Fragestellungen beantworten.
Each year millions of plastic and reconstructive procedures are performed to regenerate soft tissue defects after, for example, traumata, deep burns or tumor resections. Tissue engineered adipose tissue grafts are a promising alternative to autologous fat transfer or synthetic implants to meet this demand for adipose tissue. Strategies of tissue engineering, especially the use of cell carriers, provide an environment for better cell survival, an easier positioning and supplemented with the appropriate conditions a faster vascularization in vivo. To successfully engineer an adipose tissue substitute for clinical use, it is crucial to know the actual intended application. In some areas, like the upper and lower extremities, only a thin subcutaneous fat layer is needed and in others, large volumes of vascularized fat grafts are more desirable. The use and interplay of stem cells and selected scaffolds were investigated and provide now a basis for the generation of fitted and suitable substitutes in two different application areas.
Complex injuries of the upper and lower extremities, in many cases, lead to excessive scarring. Due to severe damage to the subcutaneous fat layer, a common sequela is adhesion formation to mobile structures like tendons, nerves, and blood vessels resulting in restricted motion and disabling pain [Moor 1996, McHugh 1997]. In order to generate a subcutaneous fat layer to cushion scarred tissue after substantial burns or injuries, different collagen matrices were tested for clinical handling and the ability to support adipogenesis. When testing five different collagen matrices, PermacolTM and StratticeTM showed promising characteristics; additionally both possess the clinical approval. Under culture conditions, only PermacolTM, a cross-linked collagen matrix, exhibited an excellent long-term stability. Ranking nearly on the same level was StratticeTM, a non-cross-linked dermal scaffold; it only exhibited a slight shrinkage. All other scaffolds tested were severely compromised in stability under culture conditions. Engineering a subcutaneous fat layer, a construct would be desirable with a thin layer of emerging fat for cushioning on one side, and a non-seeded other side for cell migration and host integration. With PermacolTM and StratticeTM, it was possible to produce constructs with ASC (adipose derived stem cells) seeded on one side, which could be adipogenically differentiated. Additionally, the thickness of the cell layer could be varied. Thereby, it becomes possible to adjust the thickness of the construct to the surrounding tissue. In order to reduce the pre-implantation time ex vivo and the costs, the culture time was varied by testing different induction protocols. An adipogenic induction period of only four days was demonstrated to be sufficient to obtain a substantial adipogenic differentiation of the applied ASC. Thus, seeded with ASC, PermacolTM and StratticeTM are suitable scaffolds to engineer subcutaneous fat layers for reconstruction of the upper and lower extremities, as they support adipogenesis and are appropriately thin, and therefore would not compromise the cosmesis.
For the engineering of large-volume adipose tissue, adequate vascularization still represents a major challenge. With the objective to engineer vascularized fat pads, it is important to consider the slow kinetics of revascularization in vivo. Therefore, a decellularized porcine jejunum with pre-existing vascular structures and pedicles to connect to the host vasculature or the circulation of a bioreactor system was used. In a first step, the ability of a small decellularized jejunal section was tested for cell adhesion and for supporting adipogenic differentiation of hASC mono-cultures. Cell adhesion and adipogenic maturation of ASC seeded on the jejunal material was verified through histological and molecular analysis. After the successful mono-culture, the goal was to establish a MVEC (microvascular endothelial cells) and ASC co-culture; suitable culture conditions had to be found, which support the viability of both cell types and do not interfere with the adipogenic differentiation. After the elimination of EGF (epidermal growth factor) from the co-culture medium, substantial adipogenic maturation was observed. In the next step, a large jejunal segment (length 8 cm), with its pre-existing vascular structures and arterial/venous pedicles, was connected to the supply system of a custom-made bioreactor. After successful reseeding the vascular structure with endothelial cells, the lumen was seeded with ASC which were then adipogenically induced. Histological and molecular examinations confirmed adipogenic maturation and the existence of seeded vessels within the engineered construct. Noteworthily, a co-localization of adipogenically differentiating ASC and endothelial cells in vascular networks could be observed. So, for the first time a vascularized fat construct was developed in vitro, based on the use of a decellularized porcine jejunum. As this engineered construct can be connected to a supply system or even to a patient vasculature, it is versatile in use, for example, as transplant in plastic and reconstruction surgery, as model in basic research or as an in vitro drug testing system.
To summarize, in this work a promising substitute for subcutaneous fat layer reconstruction, in the upper and lower extremities, was developed, and the first, as far as reported, in vitro generated adipose tissue construct with integrated vascular networks was successfully engineered.