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The synaptic cleft is of central importance for synaptic transmission, neuronal plasticity and memory and thus well studied in neurobiology. To target proteins of interest with high specificity and strong signal to noise conventional immunohistochemistry relies on the use of fluorescently labeled antibodies. However, investigations on synaptic receptors remain challenging due to the defined size of the synaptic cleft of ~20 nm between opposing pre- and postsynaptic membranes. At this limited space, antibodies bear unwanted side effects such as crosslinking, accessibility issues and a considerable linkage error between fluorophore and target of ~10 nm. With recent single molecule localization microscopy (SMLM) methods enabling localization precisions of a few nanometers, the demand for labeling approaches with minimal linkage error and reliable recognition of the target molecules rises.
Within the scope of this work, different labeling techniques for super-resolution fluorescence microscopy were utilized allowing site-specific labeling of a single amino acid in synaptic proteins like kainate receptors (KARs), transmembrane α-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid receptor regulatory proteins (TARPs), γ-aminobutyric acid type A receptors (GABA-ARs) and neuroligin 2 (NL2). The method exploits the incorporation of unnatural amino acids (uAAs) in the protein of interest using genetic code expansion (GCE) via amber suppression technology and subsequent labeling with tetrazine functionalized fluorophores. Implementing this technique, hard-to-target proteins such as KARs, TARPs and GABA-ARs could be labeled successfully, which could only be imaged insufficiently with conventional labeling approaches. Furthermore, functional studies involving electrophysiological characterization, as well as FRAP and FRET experiments validated that incorporation of uAAs maintains the native character of the targeted proteins. Next, the method was transferred into primary hippocampal neurons and in combination with super-resolution microscopy it was possible to resolve the nanoscale organization of γ2 and γ8 TARPs. Cluster analysis of dSTORM localization data verified synaptic accumulation of γ2, while γ8 was homogenously distributed along the neuron. Additionally, GCE and bioorthogonal labeling allowed visualization of clickable GABA-A receptors located at postsynaptic compartments in dissociated hippocampal neurons. Moreover, saturation experiments and FRET imaging of clickable multimeric receptors revealed successful binding of multiple tetrazine functionalized fluorophores to uAA-modified dimeric GABA-AR α2 subunits in close proximity (~5 nm). Further utilization of tetrazine-dyes via super-resolution microscopy methods such as dSTORM and click-ExM will provide insights to subunit arrangement in receptors in the future.
This work investigated the nanoscale organization of synaptic proteins with minimal linkage error enabling new insights into receptor assembly, trafficking and recycling, as well as protein-protein interactions at synapses. Ultimately, bioorthogonal labeling can help to understand pathologies such as the limbic encephalitis associated with GABA-AR autoantibodies and is already in application for cancer therapies.
Die Fluoreszenzmikroskopie ist eine vielseitig einsetzbare Untersuchungsmethode für biologische Proben, bei der Biomoleküle selektiv mit Fluoreszenzfarbstoffen markiert werden, um sie dann mit sehr gutem Kontrast abzubilden. Dies ist auch mit mehreren verschiedenartigen Zielmolekülen gleichzeitig möglich, wobei üblicherweise verschiedene Farbstoffe eingesetzt werden, die über ihre Spektren unterschieden werden können.
Um die Anzahl gleichzeitig verwendbarer Färbungen zu maximieren, wird in dieser Arbeit zusätzlich zur spektralen Information auch das zeitliche Abklingverhalten der Fluoreszenzfarbstoffe mittels spektral aufgelöster Fluoreszenzlebensdauer-Mikroskopie (spectrally resolved fluorescence lifetime imaging microscopy, sFLIM) vermessen. Dazu wird die Probe in einem Konfokalmikroskop von drei abwechselnd gepulsten Lasern mit Wellenlängen von 485 nm, 532nm und 640nm angeregt. Die Detektion des Fluoreszenzlichtes erfolgt mit einer hohen spektralen Auflösung von 32 Kanälen und gleichzeitig mit sehr hoher zeitlicher Auflösung von einigen Picosekunden. Damit wird zu jedem detektierten Fluoreszenzphoton der Anregungslaser, der spektrale Kanal und die Ankunftszeit registriert. Diese detaillierte multidimensionale Information wird von einem Pattern-Matching-Algorithmus ausgewertet, der das Fluoreszenzsignal mit zuvor erstellten Referenzpattern der einzelnen Farbstoffe vergleicht. Der Algorithmus bestimmt so für jedes Pixel die Beiträge der einzelnen Farbstoffe.
Mit dieser Technik konnten pro Anregungslaser fünf verschiedene Färbungen gleichzeitig dargestellt werden, also theoretisch insgesamt 15 Färbungen. In der Praxis konnten mit allen drei Lasern zusammen insgesamt neun Färbungen abgebildet werden, wobei die Anzahl der Farben vor allem durch die anspruchsvolle Probenvorbereitung limitiert war. In anderen Versuchen konnte die sehr hohe Sensitivität des sFLIM-Systems genutzt werden, um verschiedene Zielmoleküle voneinander zu unterscheiden, obwohl sie alle mit demselben Farbstoff markiert waren. Dies war möglich, weil sich die Fluoreszenzeigenschaften eines Farbstoffmoleküls geringfügig in Abhängigkeit von seiner Umgebung ändern. Weiterhin konnte die sFLIM-Technik mit der hochauflösenden STED-Mikroskopie (STED: stimulated emission depletion) kombiniert werden, um so hochaufgelöste zweifarbige Bilder zu erzeugen, wobei nur ein einziger gemeinsamer STED-Laser benötigt wurde.
Die gleichzeitige Erfassung von mehreren photophysikalischen Messgrößen sowie deren Auswertung durch den Pattern-Matching-Algorithmus ermöglichten somit die Entwicklung von neuen Methoden der Fluoreszenzmikroskopie für Mehrfachfärbungen.