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Localization microscopy is a class of super-resolution fluorescence microscopy techniques. Localization microscopy methods are characterized by stochastic temporal isolation of fluorophore emission, i.e., making the fluorophores blink so rapidly that no two are
likely to be photoactive at the same time close to each other. Well-known localization microscopy methods include dSTORM}, STORM, PALM, FPALM, or GSDIM. The biological community has taken great interest in localization microscopy, since it can enhance the resolution of common fluorescence microscopy by an order of magnitude at little experimental cost.
However, localization microscopy has considerable computational cost since millions of individual stochastic emissions must be located with nanometer precision. The computational cost of this evaluation, and the organizational cost of implementing the complex algorithms, has impeded adoption of super-resolution microscopy for a long time.
In this work, I describe my algorithmic framework for evaluating localization microscopy data.
I demonstrate how my novel open-source software achieves real-time data evaluation, i.e., can evaluate data faster than the common experimental setups can capture them.
I show how this speed is attained on standard consumer-grade CPUs, removing the need for computing on expensive clusters or deploying graphics processing units.
The evaluation is performed with the widely accepted Gaussian PSF model and a Poissonian maximum-likelihood noise model.
I extend the computational model to show how robust, optimal two-color evaluation is realized, allowing correlative microscopy between multiple proteins or structures. By employing cubic B-splines, I show how the evaluation of three-dimensional samples can be made simple and robust, taking an important step towards precise imaging of micrometer-thick samples.
I uncover the behavior and limits of localization algorithms in the face of increasing emission densities.
Finally, I show up algorithms to extend localization microscopy to common biological problems.
I investigate cellular movement and motility by considering the in vitro movement of myosin-actin filaments. I show how SNAP-tag fusion proteins enable imaging with bright and stable organic fluorophores in live cells. By analyzing the internal structure of protein clusters, I show how localization microscopy can provide new quantitative approaches beyond pure imaging.
Der Wnt Signalweg spielt eine entscheidende Rolle in der Embryogenese durch Steuerung der Proliferation, Apoptose, Differenzierung und der Festlegung der Körperachsen im frühen Embryo. Eine Fehlregulation des Signalwegs durch Mutationen in einem der Proteine und Gene dieser hochkomplexen Signalkaskade kann fatale Folgen haben, und ist ein erster Schritt auf dem Weg der Krebsentstehung. Dabei spielt das Protein β-Catenin eine Schlüsselrolle im kanonischen Zweig des Wnt Signalwegs. Durch Steuerung seiner Konzentration im Zytoplasma wird die Expression seiner direkten Zielgene reguliert, da β-Catenin im aktiven Signalweg als Co-Transkriptionsfaktor agiert. Durch Sichtbarmachung dieses Proteins durch fluoreszierende Reportergenkonstrukte kann der Aktivitätsstatus des Wnt Signalwegs in der Zelle beobachtet werden. Das ermöglicht zum einen genaue Analysen des Signalwegs, wie zum Beispiel das Studium des Zusammenspiels mit anderen Signalwegen. Vor allem aber erlaubt es die gezielte Suche nach Wnt-Signalwegs-modulierenden Substanzen als potentielle Wirkstoffe in der Krebsmedikamentenentwicklung. In der vorliegenden Arbeit wurden mehrere Reportergenkonstrukte für die stabile Transfektion von Zelllinien entwickelt und hinsichtlich eines möglichen Einsatzes sowohl in der Forschung, als auch in Wirkstoffscreenings validiert. Dies umfasst sowohl mehrere Reporter mit β-Catenin als Fusionsprotein, als auch Wnt-Promoter-regulierte eGFP-Reporter, die den Akitvitätsstatus des Wnt-Signalwegs anzeigen. Mit Hilfe dieser Reporter konnten Untersuchungen zur Wirkung des Wnt-Signalwegs auf die Morphologie von transfizierten und nicht-transfizierten MDCK-Zellen durchgeführt werden. Überdies wurde ein promotorregulierter eGFP-Reporter konstruiert, mit welchem transfizierte Zellen mit aktiviertem Wnt-Signalweg aus einem Zellpool gefischt werden können. Diese Methode ist sowohl für den Einsatz in kultivierten Zelllinien, als auch in der Diagnostik nach der Transfektion primärer Zellen geeignet. Auf Grundlage der neuen Zelllinien wurde weiterhin ein neuer Screeningansatz für potentielle Wnt-Signalwegsinhibitoren entwickelt, der auf dem Ausbleichen der Fluoreszenz in einem Well einer Multiwell-Kulturplatte beruht.